MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS CENTROS DE DIÁLISIS
INTRODUCCIÓN El siguiente “MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS” realizado por Laboratorio Campvs esta destinado para los profesionales y técnicos de las Áreas de Toma de Muestra de cada Centro De Diálisis a los cuales nuestro laboratorio brinda servicios. Su objetivo es dar a conocer la metodología correcta y validada por Laboratorio Campvs para la toma de exámenes de laboratorio, a modo de minimizar dudas y problemas tanto en la toma como en el traslado de muestras. En cada consultorio de atención primaria se entregaran 2 copias de este manual que deberán ubicarse en el lugar de toma de muestra y otro en la dirección del Centro de Diálisis. Es importante recordar que todo el material nombrado en este manual de procedimientos, será proporcionado por Laboratorio Campvs previa capacitación al personal para su adecuado uso. Las disposiciones del siguiente manual han sido establecidas por Laboratorio Campvs con el propósito de prevenir daños a las personas. Para el buen cumplimiento de este cometido se solicita la cooperación de todos los funcionarios del consultorio a los cuales se les brinda el servicio.
Dra. Myriam Lorca H. DIRECTOR TECNICO LABORATORIO CAMPVS
INTRODUCCIÓN El siguiente “MANUAL DE TOMA DE MUESTRAS” realizado por Laboratorio Campvs esta destinado para los profesionales y técnicos de las Áreas de Toma de Muestra de cada Centro De Diálisis a los cuales nuestro laboratorio brinda servicios. Su objetivo es dar a conocer la metodología correcta y validada por Laboratorio Campvs para la toma de exámenes de laboratorio, a modo de minimizar dudas y problemas tanto en la toma como en el traslado de muestras. En cada consultorio de atención primaria se entregaran 2 copias de este manual que deberán ubicarse en el lugar de toma de muestra y otro en la dirección del Centro de Diálisis. Es importante recordar que todo el material nombrado en este manual de procedimientos, será proporcionado por Laboratorio Campvs previa capacitación al personal para su adecuado uso. Las disposiciones del siguiente manual han sido establecidas por Laboratorio Campvs con el propósito de prevenir daños a las personas. Para el buen cumplimiento de este cometido se solicita la cooperación de todos los funcionarios del consultorio a los cuales se les brinda el servicio.
Dra. Myriam Lorca H. DIRECTOR TECNICO LABORATORIO CAMPVS
CRITERIOS PARA LA OBTENCION DE MUESTRAS DE LABORATORIO OBTENCION MUESTRAS DE SANGRE 1. - Por punción venosa. Las características previas que se deben cumplir son: •
El recinto donde se obtiene la muestra debe ser iluminado, preferentemente con luz natural o artificial (luz / día).
•
El paciente y el operador deben estar cómodos para realizar el procedimiento.
•
El paciente debe estar en reposo previo de 15 minutos antes de la extracción de la muestra
El operador, especialmente capacitado para este procedimiento debe cumplir las siguientes etapas en forma secuencial: •
Verificar que tiene todos todos los elementos necesarios: ligadura, algodón, alcohol o , Holder o sostenedor Vacutainer, agujas Vacutainer 20 o 21 G para adultos y, adaptador para mariposas Vacutainer en el caso de niños, tubos y etiquetas.
•
Identificar al paciente y verificar sí a cumplido los requisitos necesarios para el examen.( Ayuno, tiempo en las pruebas de sobrecarga o curvas, etc)
•
Considerar el estado emocional emocional del paciente, especialmente en niños niños y garantizar la privacidad.
•
Dar a conocer al paciente los procedimientos a realizar, con lenguaje sencillo acorde al nivel educacional y preparación del paciente. Contestar sus interrogantes para obtener su cooperación.
•
Seleccionar el sitio de punción, generalmente zona de venas cefálicas o mediana cubital, cercanas al pliegue del antebrazo.
•
Practicar la técnica según normas de enfermería. Cuando esta es realizada por técnico paramédico de laboratorio, debe contar con capacitación válida por la enfermera coordinadora del establecimiento y cumplir con todas las las normas de bioseguridad.
•
Recordar que el sistema sistema Vacutainer es un sistema de llenado al vació (tubos de llenado automático hasta nivel optimo) en el cual es necesario solo una punción y el cambio de tubos determina la cantidad de muestra
•
Una vez obtenida la muestra, retirar la aguja, disponerla en receptáculos descartadores Vacutainer especiales (de gran bioseguridad para evitar
punciones) y luego distribuir la sangre en los tubos rotulados previamente, vaciando suavemente la sangre por las paredes del tubo. •
Si el tubo contiene anticoagulante se debe mezclar la sangre con el ( Este proceso se requiere para efectuar estudios en plasma. El anticoagulante empleado es adecuado al tipo de análisis a efectuar. Entre los más usados están la heparina, EDTA, citratos, oxalatos y fluoruros. Cada uno tiene sus indicaciones y contraindicaciones especificas, las que se deben conocer antes de usar.), Para mezclar y evitar la hemólisis de la sangre se debe agitar por inversión con movimientos moderados, evitando la formación de espuma.
•
Enviar la muestra al laboratorio o almacenar apropiadamente hasta su envío.
En términos generales, se deben tener presentes los siguientes aspectos: No usar tubos con anticoagulantes que contienen sodio o potasio para determinación de electrolitos. • No usar tubos que contienen EDTA, fluoruros, oxalatos ni citratos para determinación de calcio. No usar tubos que contiene fluoruros ni oxalatos par determinación de enzimas. • Además con respecto al paciente es importante tener presente: •
•
•
•
En el caso de la toma de exámenes de coagulación siempre preguntar al paciente si es que ingiere anticoagulantes, nombre y dosis y anotarlo en cinta masking tape y adherirlo al tubo a modo que es información llegue al tecnólogo medico a cargo de la muestra. En el caso de muestras hormonales en mujeres siempre preguntar fecha de ultima regla y anotarlo en cinta masking tape y adherirlo al tubo a modo que es información llegue al tecnólogo medico a cargo de la muestra. En el caso de toma de muestras de exámenes con mas de una toma de muestras como pruebas de sobrecarga , células de lupus , etc. Es importante aparte de la rotulación general del tubo agregar con cinta masking tape datos importante como : Nº de muestra o o Hora de obtención Otro dato que se considere importante. o
2. - Punción capilar • • • • • •
Sitio de punción: pulpejo del dedo, talón, lóbulo de la oreja. Entibiar o golpetear la zona a puncionar para producir flujo sanguíneo libre. Desinfectar, secar y puncionar con lanceta estéril desechable. Eliminar la primera gota con un algodón seco. Tomar la muestra por capilaridad. Presionar el sitio de punción con algodón seco, hasta parar el sangramiento.
3.- Tiempo de sangría ( Método Duke) •
Materiales requeridos: o
Lanceta estéril
Cronometro
o
•
o
Papel Filtro
o
Torula de algodón con alcohol yodado
Procedimiento o
Graduar un papel filtro cada 30 segundos
o
Limpiar el lóbulo de la oreja con un algodón yodado ( sin frotar)
o
Puncionar con lanceta estéril
o
En el momento que aparece la primera gota se debe apretar el cronometro.
o
Cada 30 segundos, se va secando la gota ( sin tocar la piel del lóbulo de la oreja)con el papel filtro graduado. Se repite hasta que no haya sangramiento.
o
El tiempo de sangría es el tiempo en que se seco la gota por ultima vez.
4.- Punción arterial •
Realizar procedimiento entre dos personas
•
Lavado de manos según técnica.
•
Colocarse guantes de procedimientos
•
Reunir y preparar el material a usar .
•
Evitar heparinización del venoflex, si se tomaran otros exámenes, además de los gases sanguíneos.
•
Localizar la arteria mediante palpación manual (canal del pulso)
•
Fijar el antebrazo y mano del niño con la muñeca en extensión y supinación. En el caso de adulto solicitar cooperación.
•
Preparar la piel sobre la arteria, limpiando con algodón con alcohol 70º, con movimientos circulares desde sitio de punción a la periferia, repetir este procedimiento con 2ª tórula embebida en alcohol, dejar secar.
•
Pincelar con alcohol dedos índice y medio del operador, ya que con ellos ubicará el pulso, entre el tendón del músculo palmar mayor y la apófisis estiloides del radio.
•
Chequear el funcionamiento de la jeringa.
•
Puncionar la piel sobre el área de pulsación y penetrar la arteria en ángulo de 30-45 grados con el bisel hacia arriba y la aguja dirigida en sentido proximal.
•
Obtener la muestra de sangre y retirar la aguja.
•
Comprimir el sitio de punción durante 5 minutos o hasta lograr completa hemostasis.
•
Verificar la existencia de un adecuado flujo sanguíneo periférico después de la punción.
•
Desconectar la jeringa del venoflex y adaptarla a tapa de jeringa, cuidando de no contaminar la muestra con aire.
•
Identificar la muestra y enviarla al laboratorio en una caja con hielo.
•
Anotar los datos en la orden de examen.
4.
Hemocultivo
Se deben obtener muestras para inocular dos matraces con un periodo entre toma de 30 minutos a 1 hora. El volumen de sangre a recolectar es: •
Adultos: recolecte 10 a 15 ml de sangre por punción
•
Niños: recolecte 1 a 5 ml de sangre por punción (de acuerdo a la edad)
Recuerde que el volumen de sangre es crítico en el rendimiento del Hemocultivo, ya que la concentración de microorganismos en la sangre generalmente es baja, especialmente en
adultos. Además es ideal que el paciente este febril para la
obtención de la muestra. Recolección de la muestra de sangre : • • •
Limpie el sitio de punción con agua y jabón si hay suciedad evidente Aplique alcohol 70º en el sitio de punción Frote concéntricamente desde el centro del sitio de punción con povidona yodada
•
Permita que se seque el antiséptico y no vuelva a tocar el sitio de punción (salvo con guantes estériles o desinfectados con el mismo procedimiento)
•
Realice la punción y extraiga el volumen adecuado de sangre recomendado en esta normativa
•
Inocule el matraz de hemocultivo evitando la exposición prolongada del medio de cultivo al ambiente y evitando contaminar el tapón del frasco
•
Rotule el matraz con los datos completos del paciente y traslade a la brevedad al laboratorio junto con la orden médica correspondiente
•
Una vez finalizado el procedimiento, limpie la piel con alcohol 70º.
Recuerde que muchos microorganismos mueren a bajas temperaturas por lo cual los matraces inoculados deben enviarse inmediatamente al laboratorio para ser incubados a 37 º C .
5. •
Test de tolerancia a la glucosa El paciente debe cumplir un ayuno estricto de un minimo 6 horas con un maximo de 12 horas. Se debe corroborar este ayuno previo a la toma de muestra.
•
Se debe identificar los 3 tubos fluoruro con el nombre del paciente y enumerarlos del 1 al 3. Cada tubo se tomara para las siguientes muestras:
•
o
Tubo 1: Control Basal
o
Tubo 2: Control 60 min.
o
Tubo 3: Control 120 min.
Tomar muestra de sangre para control basal y realizar hemoglucotest previo a esta , si el valor de este ultimo diera sobre 120 mg/dl, no podrá realizarse la prueba al paciente, y se entregara al medico solo el valor del resultado basal.
•
•
Dar al paciente la dosis de glucosa de acuerdo al siguiente esquema: o
Adulto : 75 gr. de glucosa
o
Niño < 50 kilos: 50 gr. de glucosa (si lo supera dar dosis de adulto)
La glucosa debe ser disuelta en aprox. 250cc de agua y se agrega ácido cítrico o jugo de limón para minimizar la intolerancia.
•
Una vez que el paciente termine de tomar su dosis de glucosa, anotar en la orden medica y en cada tubo con cinta masking tape la hora en que corresponde tomar las siguientes muestras. Para ese efecto se utilizara un cronometro o timer.
•
El paciente deber permanecer en reposo y sin ingerir ni alimentos ni agua, durante todo la duración del examen
6. •
Glucosa Post Prandial y Post Carga Si el medico indica glucosa basal y post prandial, deberá tomarse la primera muestra al paciente y luego se deberá indicar que tome su desayuno de costumbre. Terminando este deberá anotar la hora, y transcurridas 2 horas tomar la muestra de glucosa post prandial. Recordar numerar los tubos y poner hora en cada tubo con cinta masking tape.
•
Si el medico no indica glucosa basal y post prandial, basta con indicar al paciente que tome su desayuno en forma habitual. Terminado este deberá anotar la hora, y transcurridas 2 horas deberá tomar su muestra de glucosa post prandial. Recordar anotar hora de ingesta de alimentos y toma de muestra en tubo con cinta masking tape.
•
Si el medico indica glucosa post carga, el paciente deberá reemplazar el desayuno por una sobrecarga de glucosa de 75 gr. Igualmente transcurridas 2 horas se deberá tomar la muestra de sangre correspondiente a la post carga.
•
En todos los casos el paciente deberá cumplir ayuno de 8 –12 hrs luego la carga y reposo durante toda la duración del examen.
OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE ORINA 1. - Orina completa y Urocultivo •
•
•
Instruir al paciente en forma clara y precisa entregando, además, instructivos escritos. Se debe preferir la primera orina de la mañana, por ser de mayor concentración y, la segunda micción para evitar contaminación externa. La muestra debe obtenerse en forma aséptica en tubo estéril, o en tubo limpio después de un aseo prolijo del área genital con agua y jabón. Enjuague con abundante agua.
•
•
Si la paciente es mujer en menstruacion, se debe colocar tapón vaginal de algodón para impedir la contaminación de la muestra de orina con secreción vaginal. Si el envío al laboratorio demora mas de una hora, la orina se debe mantener y transportar refrigerada.
2. - Recolección orina 24 horas • •
• • • •
Empezar con la primera orina de la mañana, orinando a fondo y eliminándola. Juntar toda la orina del resto del día y noche (en un envase grande y limpio) manteniéndolo en lugar fresco, incluyendo la primera de la mañana del día siguiente. Esta última debe ser emitida a la misma hora de la primera orina que se eliminó el día anterior. Durante la recolección, mantener el frasco con orina en un lugar fresco Rotular los frascos con nombre completo del paciente, peso y talla. Durante el periodo de recolección, ingerir líquido en forma NORMAL. Enviar la totalidad de la orina al laboratorio.
3. - Orina de lactantes y menores de 3 años •
•
•
Se deben utilizar recolectores, los que se instalan luego de un aseo cuidadoso con agua limpia. La utilización de recolector no excederá un tiempo de 30 minutos (por riesgos de contaminación de la muestra), si sucede debe cambiarse por otro. Se puede utilizar máximo 3 recolectores en un día, ya que el adhesivo puede causar daños en la piel. Si no se obtiene la muestra se debe citar al lactante o niño al día siguiente.
OBTENCIÓN DE MUESTRAS BACTERIOLÓGICAS •
•
•
•
Dado que el procesamiento depende de la etiología sospechosa, la solicitud del examen debe ser muy completa, indicar el origen anatómico de la muestra y diagnostico probable. Obtener la muestra antes de iniciar cualquier tratamiento antimicrobiano. Si existe tratamiento previo, informarlo en la solicitud del examen. o anotarlo con cinta masking tape directamente en el tubo de obtención de muestra. Obtener la muestra en zonas que aseguren la presencia de microorganismos causales. Efectuar asepsia previa, muy rigurosa, para evitar contaminar la muestra con microorganismos de la superficie corporal próxima a la zona afectada, del medio ambiente o de quien toma la muestra ( Ej. Uso de mascarilla).
Es importante respetar el periodo optimo de recolección en las siguientes muestras: •
•
En el curso de la segunda semana de la infección para reacciones de aglutinación. Para urocultivo, la primera orina del día.
•
•
•
Para estudios virales usar dos muestras pareadas: la primera en el periodo agudo de la enfermedad y la segunda, 15 días después, en la fase convaleciente de la enfermedad. Colectar la muestra en envases estériles y en las condiciones requeridas, según las normas particulares del laboratorio. Transportar al laboratorio en el tiempo mínimo posible (2 horas), dejando las muestras a temperatura ambiente, a excepción de orinas y expectoración, que deben mantenerse en el refrigerador a 4°C.
Estas muestras deben ser recolectadas por personal especializado y en recintos adecuados. No se recomienda tomar el examen por el paciente en su casa.
1. Abscesos, fístulas y heridas: •
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•
Limpie la superficie del absceso o herida con solución salina estéril o alcohol etílico al 70%. Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión. En caso absceso abierto, fístula o herida, introduzca un hisopo profundamente en la base bordes activos de la lesión, sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso.
•
La muestra puede ser refrigerada por 1 hora antes de enviase al laboratorio.
•
No obtener solo pus, ya que ésta no es representativa de la lesión.
2. Quemaduras: •
Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra.
•
Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada para el cultivo.
•
Realizar cultivo aerobio solamente.
3. Catéter: •
•
•
Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70%. Asépticamente remueva el catéter y corte 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo. Transporte inmediatamente al laboratorio para prevenir la desecación.
4. Ulcera de decúbito: •
Limpie la superficie con solución salina estéril.
•
•
Tome una muestra de biopsia de tejido o un aspirado con jeringuilla de la lesión. Un hisopo no es la mejor elección para colectar la muestra, sin embargo, cuando no es posible de otra forma, presione vigorosamente la tórula en la base y bordes activos de la lesión para tomar la muestra.
5. Oído: •
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La timpanocentesis está reservada para casos complicados, recurrentes, que no responden a la antibioterapia y otitis media crónica. El espécimen de escogencia es un aspirado del tímpano, ya que éste fluido representa el proceso infeccioso, no así la flora del canal externo del oído. El hisopo no es recomendado para la colección de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede contaminarse con la flora externa. Solo en caso de rompimiento de tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el líquido. En éste caso se debe limpiar previamente con un antiséptico el canal del oído externo. La orden médica debe indicar si se trata de secreción de oído interno, o externo o líquido de timpanocentesis. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección.
•
No refrigere la muestra.
•
Realizar cultivo para aerobios solamente.
•
Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.
6. Ojos: •
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•
Tome muestra de cada ojo con diferentes hisopos previamente humedecidos con solución salina estéril, rotando el algodón por la superficie de la conjuntiva. Esto es independiente de que solo un ojo esté infectado, ya que la muestra del ojo sano puede servir de control de la flora normal del paciente, y compararlo con el reporte del ojo infectado. La orden médica y la muestra deben indicar si es ojo derecho o izquierdo. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección. Utilice otro hisopo para colectar muestra para frotis. En el caso de raspado corneal, el método es el mismo, solo que se utiliza una espátula estéril para realizar el raspado de la lesión. No se debe utilizar el término " ojo " u " ocular " para identificar la muestra. Sea más específico al describirla: Secreción conjuntival, secreción corneal, secreción acuosa o vítrea.
7. Nasal:
•
Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril alrededor de 2 cm dentro de la fosa nasal.
•
Rote el hisopo contra la mucosa nasal.
•
Envíe al laboratorio rápidamente.
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•
El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado para la detección de portadores de Staphylococcus aureus, Streptococcus B hemolíticos o en caso de lesión. No refrigere la muestra. El cultivo nasal no predice el agente etiológico de infecciones en oído medio o el tracto respiratorio inferior. Realizar solo cultivo aerobio.
8. Nasofaringeo: •
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La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral. Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio dentro de la Nasofarínge posterior, vía las fosas nasales.
•
Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.
•
El cultivo rutinario de la Nasofarínge no es recomendado.
9. Faringe: •
•
Utilizando un depresor, presione la lengua hacia abajo para observar el fondo de la faringe y el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado. Utilizando un hisopo (alginato de calcio o de Dacrón), rote el mismo sobre el área de exudado, amigdalas y faringe posterior.
•
No toque el resto del área de la cavidad oral o los dientes.
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Envíe al laboratorio rápidamente.
•
Si el transporte demora, la muestra puede ser refrigerada por 1 hora.
•
La realización de frotis directo de faringe no se recomienda.
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La orden debe indicar si hay sospecha de otro patógeno diferente a Estreptococos betahemolíticos. El cultivo de faringe está contraindicado en pacientes con epiglotis inflamada.
10. Esputo por expectoración:
•
El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son más seguros.
•
Es recomendable que la muestra sea tomada en la mañana al levantarse.
•
Coleccione la muestra bajo supervisión de la enfermera o el médico idealmente.
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•
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes de expectorar, para remover la flora superficial oral. Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe quitar. Instruya al paciente para que tosa con fuerza y profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto respiratorio inferior. Depositarlo directamente en un envase estéril. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección, los datos del paciente. No colecte saliva. No colecte fluido post-nasal. Para pacientes pediátricos que no pueden producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede colectar la muestra por succión. Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio, puede refrigerarse. La orden médica debe indicar los microorganismos de interés, ya sean bacterias, hongos o micobacterias.
11. Esputo inducido: •
•
•
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua. Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale 25 ml de solución salina estéril al 3-10%. Colecte el esputo inducido en un envase estéril. Además se debe anotar con cinta masking tape en el tubo de recolección, los datos del paciente.
12. Aspirado traqueal: •
Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.
•
Con cuidado pase el catéter a través del sitio dentro de la tráquea.
•
Aspire el material de la tráquea utilizando una jeringuilla o un succionador intermitente.
•
Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.
•
Envíe al laboratorio rápidamente o coordine para su pronta entrega.
•
No refrigere la muestra.
14. Orina por cateterización: •
Limpie la porción del capilar donde se va a tomar la muestra de orina con alcohol etílico al 70 %.
•
Inserte la aguja dentro del capilar y colecte la orina dentro de la jeringuilla.
•
Transfiera la orina a un envase estéril.
•
•
Enviar inmediatamente al laboratorio. En caso contrario refrigerar la orina por no más de cuatro horas. La colección de la orina por cateterización uretral tiene algún riesgo de forzar hacia la vejiga, parte de la flora normal uretral durante la inserción del catéter.
•
No recoja orina de la bolsa del catéter.
•
No desconecte el catéter de su bolsa durante la colección de la muestra.
•
•
Paciente con catéter por 48h – 72h pueden ser colonizados con múltiples microorganismos. La orden médica debe indicar cuando la orina ha sido colectada por cateterización.
15. Orina por aspiración suprapubica: •
Descontamine y anestesie el área de la punción.
•
Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.
•
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•
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Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril. Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar por no más de cuatro horas. Esta técnica evita la contaminación de la orina por microorganismos de la uretra o perianales. Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina, pacientes con trauma en la médula espinal y en general en aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no ha sido posible. La orden médica debe indicar cuando la orina ha sido colectada por punción suprapúbica.
OBTENCION MUESTRAS DE DEPOSICIONES
•
La muestra debe tomarse lo antes posible, en la fase aguda de la enfermedad y antes de comenzar el tratamiento antibiótico.
•
En la toma de muestra de pacientes ambulatorios lo ideal es la deposición fresca recién emitida, si es sólida en una cantidad de 1 a 2 gramos y si se trata de deposición líquida 3 a 4 ml son suficientes.
•
La muestra puede ser enviada al Laboratorio sin ningún cuidado especial en un frasco limpio con cierre hermético y no necesariamente estéril, lo anterior solo si va a ser sembrada dentro de 1 o 2 horas después de emitida, ya que la rápida proliferación de los microorganismos comensales provocan la destrucción de los enteropatógenos, en especial gérmenes lábiles como Shigella.
•
En caso de que el transporte al Laboratorio tarde más, en lactantes y niños, pacientes con diarrea activa y en caso de sospecha de Shiguella tanto en proceso agudo como en convaleciente y portadores se recomienda el empleo de tórula rectal y el uso de medio de transporte Cary y Blair que permite un mayor tiempo de transporte y viabilidad de los enteropatógenos.
•
Cuando la muestra es obtenida con tórula esta debe introducirse alrededor de 3 centímetros en el recto, imprimiendo un movimiento de rotación amplio para arrastrar mucosidad de la pared y un movimiento circular pequeño para obtener deposición (la obtención de un mayor número de muestras aumenta la positividad). Y luego se debe depositar n medio de transporte Cary Blair.
1. Leucocitos Fecales •
Se debe tomar una muestra de deposición en un frasco de boca ancha estéril o limpio
•
No sirve la muestra tomada con torula
•
Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.
2. Rotavirus •
La muestra deber ser de deposición obtenida en frasco de boca ancha estéril o limpio .
•
No sirve la muestra de deposición tomada con torula
•
Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio.
3. Ph y azucares •
La muestra deber ser de deposición obtenida en frasco de boca ancha estéril o limpio .
•
No sirve la muestra de deposición tomada con torula
Debe ser procesada lo antes posible (2 horas) , sino mantenerla refrigerada hasta su entrega al laboratorio. 4. Coprocultivo. •
•
Se le entregará tubo con medio de transporte (medio Cary blair, blanco) rotulado con su nombre y tórula para tomar muestra.
•
Ocupe para tomar la muestra, un recipiente limpio, enjuagado con agua hervida (pelela o similar).
•
Emita la deposición en recipiente, cuidando que no se contamine con orina.
•
En caso de niños menores de 2 años la muestra se toma desde pañal de deposición recién emitida.
•
Tome con la tórula en tubo llegando hasta el fondo para que el algodón de la tórula quede cubierto con medio de transporte. Deje colocada la tórula y tape con el algodón del tubo.
•
Lleve la muestra al laboratorio antes de 2 horas, en el horario que se le indique.
5. Hemorragias Ocultas Para que el resulta de su examen sea confiable, cumpla las siguientes medidas: Dieta: • Debe realizar dieta especial desde 3 días antes del comienzo de toma de muestra hasta el final de la recolección (generalmente son 3 muestras). Ingiera alimentos ricos en fibra, por ejemplo verduras, ensaladas, frutas, pan • integral. • Puede ingerir leche y sus derivados, pan, galletas, fideos, arroz, pescado y pollo bien cocido. No coma carnes rojas ni sus derivados ( salame, jamón etc...) • • No ingerir crudos: brócolis, nabo, rabanito, melón. Medicamentos: • No ingiera Vitamina C, Aspirina, Antiinflamatorios, Corticoides y medicamentos que contengan fierro desde 2 días previos a recolección de muestra y hasta finalizar toma de muestra. • Si los medicamento los está tomando por indicación medica, consulte a su médico previa suspensión de ellos. En caso de no poder suspenderlos, informe al momento de entregar las muestras. Otros: • En caso de diarrea difiera el examen hasta tener una actividad intestinal normal.
•
En la menstruación es recomendable retrasar la realización de test.
Toma de muestra: Con una paleta tome una porción de deposición de dos diferentes áreas, • póngala en el franco entregado por el laboratorio y llévelo a la brevedad a la toma de muestra (durante el día). Repetir la operación según el número de muestras solicitadas, tomando una • cada día.
OBTENCION DE MUESTRAS PARASITOLOGICAS 1. Parasitológico deposiciones)
directo
(diagnostico
de
parásitos
directo
en
•
Solicitar 1 frasco con líquido especial en el laboratorio (PAFF)
•
Colocar nombre, apellidos y edad en frasco
•
Tomar la muestra de deposición fresca, sin mezclar con orina
•
Poner en frasco con líquido una porción de deposición recién emitida del tamaño de una aceituna si es consistente, o de una cucharada sopera si es líquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco.
•
Una vez recolectada la muestra, entregarla ese mismo día en el laboratorio en el horario indicado.
•
Si se observan parásitos (gusanos), colocarlos en frasco aparte con agua y llevarlo al laboratorio junto al frasco del examen.
•
Abstenerse de la ingestión de antiparasitarios, bario o bismuto ni laxantes oleosos por lo menos 7 días antes de la toma de muestra.
•
En lactantes, tomar muestra recién emitida del pañal.
•
El líquido contenido en los frascos es tóxico. No dejar al alcance de los niños.
2. Parasitológico seriado de deposiciones •
Solicitar set de frascos con líquido (Paff o Telleman según orden médica) en el Laboratorio (set de 3 frascos).
•
Colocar nombre, apellidos y edad del paciente en la caja.
•
Tomar las muestras en días separados, idealmente día por medio. No mezclar con orina.
•
Poner en uno de los frascos con líquido una porción de deposición recién emitida, del tamaño de una aceituna, si es consistente, o de una cucharada sopera si es líquida, mezclar bien y guardar en lugar fresco y seco. Repetir el procedimiento los otros días de recolección.
•
Una vez recolectada las tres muestras, entregar la caja en el Laboratorio.
•
Si se observan parásitos (gusanos) colocarlos en franco aparte con agua y llevarlo al Laboratorio junto a los frascos del examen.
•
Abstenerse de la ingestión de antiparasitarios, bario o bismuto, ni laxantes oleosos por lo menos 7 días antes de la toma de muestra.
•
En lactantes, tomar muestra recién emitida del pañal.
•
NOTA: El líquido contenido en los frascos es tóxico. No dejar al alcance de los niños.
3. Test de Graham •
Solicitar Set de Graham en Toma de Muestra (sobre con 5 láminas de vidrios)
•
Poner nombre y apellidos del paciente en el sobre (no en la lámina).
•
Durante 5 mañanas antes de hacer aseo genital, desprender del vidrio la tira engomada (scotch transparentes) y aplicarla varias veces en la región anal y perianal.
•
Si al momento de tomar la muestra Ud. observa restos de deposición (zona anal), no tome muestra ese día (interfiere con examen).
•
Adherir a la placa de vidrio la tira engomada bien estirada en la misma posición previa a desprenderla.
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Si observa gusanos, ponerlos en un franco con agua y llevarlos al Laboratorio junto con las placas. No debe aplicarse cremas ni talco en la zona genito-anal la noche previa a las tomas de muestras. Usar una placa diaria hasta completar las 5 y entregarlas al Laboratorio. Lavarse bien las manos una vez terminado el procedimiento.
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OBTENCION DE MUESTRAS DE SECRECIÓN VAGINAL Y URETRAL
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En la mujer la muestra debe ser obtenida utilizando una torula la cual debe ser rotada en fondo saco cervical, previa colocación de un especulo lubricado solamente con suero fisiológico tibio.
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Se debe sembrar a lo menos en medio Stuart , y tubo con suero fisiológico En caso de obtención de muestra para gonorrea la muestra debe sembrarse en medio Thayer Martin, la muestra debe transportarse antes de una hora al laboratorio para su procesamiento en un medio adecuado o si no deber ser refrigerada hasta su traslado.
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TRANSPORTE DE MUESTRAS Luego de ser obtenida la muestra de sangre, debe colocarse en un recipiente seguro (gradillas facilitadas por Laboratorio Campvs). Los tapones de goma pueden producir aerosoles cuando se abren en el laboratorio. Se debe tener especial cuidado en no contaminar la parte externa de los recipientes de muestra. Antes del transporte al laboratorio, estas muestras deben colocarse en un recipiente secundario a prueba de filtraciones, para el caso de ruptura accidental del recipiente primario. Una alternativa de recipiente secundario es una caja termorefrigerada (cooler) con gradillas para tubos en su interior, provista de una unidad refrigerante, y un segundo contenedor para frascos de orinas, cajas de baciloscopÍa, frascos parasitológicos, etc. No usar recipientes metálicos. Se debe agilizar al máximo el transporte de las muestras al laboratorio, porque existen factores que pueden alterar o deteriorar su estado. LOS ERRORES PREANALITICOS CONSTITUYEN CERCA DEL CAUSA DE ERROR EN LOS RESULTADOS DE LOS EXAMENES
30 % DE LA
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Tiempo: La demora en el traslado es critica para algunas muestras, tales como, líquidos orgánicos que coagulan rápidamente, muestras para cultivo bacteriológicos por el crecimiento bacteriano, muestras de sangre por alteraciones bioquímicas, etc. Hay exámenes cuyas muestras deben ser enviadas de inmediato al laboratorio, tales como gases arteriales, amonio, ácido láctico, estudios bacterianos , pruebas de coagulación, etc.
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Luz: Altera las determinaciones de algunos parámetros, como bilirrubina, falseando los resultados.
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Temperatura ambiente: (sobre 20°). Altera algunos resultados, como urocultivos, glicemias, cultivos bacteriológicos, etc. Por lo que se aconseja transportar las muestras en depósitos que contengan hielo seco o unidades refrigerantes. ESTO ES ESPECIALMENTE RELEVANTE EN PERIODO DE VERANO
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Ruptura de envases o volcamiento: Los tubos deben ubicarse en recipientes apropiados, en posición vertical. Los líquidos no deben mojar las torulas de los tubos estériles para recolección de muestras bacteriológicas.
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Hemólisis: Producida por movimientos bruscos de las muestras de sangre durante el transporte o cambio de temperatura. Se puede evitar separando el suero o plasma si el tiempo de envió es superior a 3 horas.
CRITERIOS PARA EL RECHAZO DE MUESTRAS Algunas muestras no reúnen los requisitos para ser analizadas en el Laboratorio. Considerando el axioma “Un examen no puede ser mejor que la muestra” se establecen los siguientes criterios: •
Datos incompletos o ilegibles, especialmente si falta la identificación del paciente, el RUT del medico o profesional solicitante, la procedencia o el nombre del examen.
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Discordancia entre los datos de la solicitud y del tubo de muestra.
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Proporción inadecuada de sangre- anticoagulante, cuando se requiere plasma.
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Empleo de tubos de recolección y/o anticoagulante que no corresponda al examen solicitado.
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Transporte inapropiado: influye tiempo transcurrido, temperatura y derrames de muestras.
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Presencia de interferentes con los métodos analíticos, tales como hemólisis, turbidez, etc.
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Presencia de micro coágulos que alteran los factores de coagulación, exámenes hematológicos, etc.
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Tiempo de recolección incorrecto en muestras de orina que requieren un tiempo determinado 6,12 o 24 horas como es el caso de microalbuminuria, proteinuria y clearence de creatinina.
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Envío de plasma con anticoagulante, para un examen en el que se requiere suero.
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Cantidad insuficiente de muestra, que no permite el análisis.
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Envases o tapones estériles impregnados con el contenido de la muestra.
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Llegada de la muestra fuera del horario de recepción establecido, especialmente en técnicas que requieren mayor tiempo de ejecución como ELISA, IFI ,etc.
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Exceso de muestra en frascos de deposiciones, e incluso deposición fuera del frasco.
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Contaminación del material con elementos ajenos al examen solicitado, talco, aceite, colonia
CARACTERISTICAS FISICAS DEL MATERIAL ENTREGADO A CADA TOMA DE MUESTRA TUBOS Y FRASCOS
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TAPA LILA: Contiene EDTA como anticoagulante, el cual se llena al vacío con 5 ml de sangre mezclando suavemente. Se utiliza para la determinación de hematocrito, hemograma y/o recuentos, además, se utiliza para medir la cinética de pacientes dializados con la determinación de Nitrógeno ureico post, para evitar la coagulación excesiva de la muestra. Lo más importante es mantener la relación entre sangre y anticoagulante para evitar falsos resultados. Una vez tomada la muestra se puede dejar a temperatura ambiente o refrigerar hasta su traslado.
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TAPA AMARILLA: Es un tubo que contiene un gel que permite la separación de la muestra especialmente utilizado para muestras quimicas y hormonales además de bicarbonato , lo importante es que también es al vacío con 4 ml de sangre y no se homogeniza ya que al momento de centrifugar separa los elementos mas pesados dejando solo el suero para medir. Esta muestra se debe colocar en hielo y transportar rápidamente al laboratorio si no es así se deja refrigerado.
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TAPA ROJA O VERDE: Este tubo no contiene anticoagulante, por lo tanto, sirve para las determinaciones bioquímicas de rutina: creatinina, transaminasas, etc.,
además de las determinaciones serologicas. Una vez tomado el volumen requerido se puede dejar refrigerado. Las determinaciones de glucosa y de potasio, son las únicas que se verían alteradas pasadas más de 4 horas. También se utiliza para las mediciones de electrolitos y bicarbonato de monitores. •
TAPA GRIS: Este tubo posee como anticoagulante fluoruro de sodio, el cual es especifico para la determinación de glicemia evitando que se altere su medición, también se llena al vacío con 3 ml de sangre y se mezcla suavemente se puede dejar a temperatura ambiente o bien refrigerado hasta su traslado al laboratorio
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TAPA CELESTE: Este tubo contiene citrato como anticoagulante, el cual se utiliza para pruebas de coagulación, cabe señalar que solo es necesario un tubo con 2 ml para medir tiempo de protrombina, TTPK y no uno para cada determinación se procede de igual manera llenando el volumen requerido, mezclando suavemente y guardando a temperatura ambiente o refrigerada hasta su traslado que de preferencia no exceda las 6 horas después de tomado.
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TAPA DE GOMA CAFÉ: Es un tubo sin anticoagulante, estéril de 10 ml que permite el transporte para calculo de Ktv, exámenes liquido peritoneal, dializado nocturno, etc. Una vez tomados se deben refrigerar.
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TORULA TAPA AZUL: Es un medio de transporte llamado Stuart, el cual ayuda al traslado de muestras tomadas de heridas para ser cultivadas bacteriológicamente, brindando las condiciones adecuadas para ala viabilidad del posible patógeno que se quiere buscar. Una vez tomada la muestra de debe mantener a temperatura ambiente hasta su traslado. Usualmente se utiliza en muestras tomadas de orificio de salida.
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TORULA TAPA ROJA: Es también un medio de transporte y se utiliza solamente para muestras de coprocultivo.
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FRASCOS DE ORINA TAPA ROJA: Son tubos estériles boca ancha de 50 ml que se utiliza principalmente para urocultivos, orina completa y también proteinuria y/ o microalbuminuria .Además, se utilizan en el transporte de aguas de monitores para estudio bacteriológico. Una vez tomadas se puede refrigerar hasta 2 horas para ser enviadas al laboratorio.
SISTEMA VACUTAINER HOL DER O SOSTENEDOR:
Contenedor plástico de color amarillo o transparente en donde se ensambla la aguja y que en su parte inferior posee una capucha en donde se insertan los tubos para la toma de muestra.
AGUJAS:
Están dentro de cápsulas verdes y tiene 2 partes una cubierta de goma en donde se insertan los tubos, y la aguja que es con la cual se punciona al paciente solo una vez.
ADAPTADOR MARIPOSA:
Este permite adaptar el sistema Vacutainer para uso de mariposas, en pacientes de difícil acceso venoso o en lactantes y niños.
DESCARTADOR AGUJA:
Son contenedores plásticos que en su extremo superior poseen un dispositivo que permite el descarte rápido y efectivo de las agujas, reduciendo en un amplio porcentaje el riesgo de accidentes.
TOMA DE MUESTRA CENTROS DE DIALISIS Amarillo
ADITIVO Gel separador
SECCIÓN DE LAB. Química Hormonas Serología
Heparina de litio
Química: Nitrogeno ureico post dialisis.
Verde
gris Fluoruro de Sodio + EDTA Lavanda o lila
EDTA Potasio
Química: Glicemia
Hematología
EXAMENES Química: Bun, calcio, fosforo, TIBC, glicemia, colesterol, Ferritina, etc. Hormonas: PTH. Serología: Hepatitis B, Hepatitis C, Nitrogemo ureico post dialisis (Bun post)
Solo Glicemias. PTG (prueba de tolerancia a la glucosa)
Hematocrito, Hemograma, VHS, Grupo Sanguíneo, Hemoglobina, Rcto. Plaquetas, Etc. * Hemoglobina Glicosilada.
Especificaciones para solicitud de análisis de Aguas o Líquidos de de Diálisis
Etiquetado:
En la etiqueta adherida al envase debe escribirse con letra clara y con lápiz de tinta resistente al agua, en que debe indicarse lo siguiente: • Identificación de la(s) muestra(s) con un numero 1, 2, 3, etc • Indicar tipo de muestra: Agua tratada, Agua de filtro, Agua de pre filtro o Liquido de Diálisis. • Indicar el punto de toma de muestra. Identificar cada maquina con nombre y numero único. Indicar fecha y hora de la toma de muestra • • Indicar volumen de la muestra y exámenes solicitados
Análisis bacteriológico de agua tratada y líquido de diálisis •
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Para el análisis bacteriológico las condiciones de toma de muestra deben ser aséptica, el manipulador debe utilizar durante el proceso guantes estériles y mascarilla para evitar cualquier contaminación La muestra debe ser transportada en condiciones de refrigeración (8-10 °C), para esto el laboratorio hará llegar un cooler de transporte y unidades refrigerantes suficientes. Para las aguas tratada de estanque, prefiltro y liquido de diálisis es suficiente muestra tomar 3/4 partes del envase estéril entregado por el laboratorio.
La normativa vigente establece que el recuento bacteriológico no deberá se mayor de 200 ufc/ml en agua tratada y no mayor a 2000 ufc/ml en liquido de diálisis. Deben hacerse, a lo menos, semestralmente. Procedimiento:
Materiales: guantes estériles, mascarilla, frascos estériles rotulados adecuadamente. 1. 2. 3. 4. 5.
Abrir llave de paso o manguera Dejar correr unos minutos ( 1 como mínimo) Abrir el frasco estéril sin tocar los bordes ni el interior Llenar hasta ! de su capacidad con el agua o liquido de muestra Transportar en cooler con unidades refrigerantes con frascos ubicados en posición vertical. 6. El tiempo de transporte al laboratorio debe ser menor a 24 horas.
Comentario: Rotular con etiquetas autoadhesivas facilitadas por el laboratorio las que indican tipo de muestra y numero de monitor.
Procesamiento muestra bacteriológica de líquido peritoneal Transporte: La bolsa de peritoneo diálisis debe ser enviada al laboratorio indicando la hora en que se retiró del paciente.
Condiciones: -Transporte inmediato (< 1 hora) a temperatura ambiente. -Transporte mediato (1- 5 horas) refrigerada NO congelada -NO se debe aceptar ni procesar bolsas retiradas del paciente más allá de 5 horas Procesamiento: • • •
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Mezclar contenido de bolsa invirtiendola 10 veces. Desinfectar punto de salida con povidona yodada dejando actuar por 1 minuto. Tomar 2 muestras con 50 ml en tubo esteril plastico de centrífuga para estudio bacteriológico y 5 ml en tubo tapa roja, derivarlo a hematología para recuento de células Centrifugar los tubos de 50 ml por 30 minutos a 3000 rpm. Descartar 46 ml de sobrenadante de cada tubo y resuspender el pellet en los 4 ml residuales. Nota: 1 tubo se siembra, el otro se deja el sedimento refrigerado por 5 días por si se requieren cultivos adicionales. Realizar tinción de gram, teñir de inmediato una vez llegado al Laboratorio. Sembrar (con pipeta Pasteur) en placa de agar sangre, chocolate y Mc conkey seminando muestra sin flamear pipeta entre estrias perpendiculares) y en tubo de thioglicolato. Incubar en estufa a 35° C, colocando en C02 las placas de agar sangre y chocolate. Dejar cultivo por 5 días antes de descartar como negativo
Nota: Frente a solicitud específica del médico la muestra podrá ser sembrada a partir del sedimento para: - Cultivo de hongos: -Cultivo de Mycobacterium:
ESTUDIO DE CONSERVACION DE MUESTRAS SECCION HEMATOLÓGICA.
El estudio de estabilidad y conservación de las muestras para análisis hematológicos (hematocrito) se realizó en base a veinte muestras reales procedentes de Centros de Diálisis durante el periodo correspondiente al mes de Noviembre. Las muestras fueron recepcionadas en los tubos entregados por nuestro laboratorio para esta finalidad (HEMOGARD EDTA TUBO LAVANDA 3 ML ) y transportadas en cooler con unidades refrigerantes suficientes hasta nuestro laboratorio antes de transcurridas cuatro horas desde la toma de muestra. Los tubos presentaban volumen de llenado adecuado y no presentaban problemas como coágulos o hemólisis. Las muestras fueron separadas en 2 grupos siendo cada una de ellas analizadas según el siguiente esquema:
Tiempo de Análisis Inmediato 24 horas
Conservación T ° ambiente
4° C
10 muestras 10 muestras
10 muestras 10 muestras
La conservación de las muestras es un factor critico en la evaluación del método. Se considera que no existen problemas si los resultados obtenidos en esta experiencia, en los diferente tiempos de análisis ensayados, no difieren de los obtenidos con las muestras analizadas inmediatamente en más de un 10 %, pero por la importancia de la precisión y exactitud en los resultados de este examen utilizamos como variación aceptable una menor a 3 puntos porcentuales en todas ellas. En función de los resultados obtenidos se establecerán las condiciones de transporte y almacenamiento de las muestras destinadas a la realización de este examen. Resultados:
Conservación a temperatura ambiente: Diferencia promedio entre muestra inmediata y muestra de 24 horas : 2.7 puntos % Diferencia promedio entre muestra inmediata y muestra de 24 horas : 8.0 %
Conservación a 4° C: Diferencia promedio entre muestra inmediata y muestra de 24 horas % Diferencia promedio entre muestra inmediata y muestra de 24 horas
: 0.3 puntos : 0.7 %
Conclusión: La conservación de las muestras destinadas al análisis del parámetro Hematocrito deberá ser hasta su envío al laboratorio a 4° C. El transporte debe permitir la conservación de la cadena de frío, evitando la exposición de la muestra a variaciones de temperatura. Las muestras deberán ser tomadas bajo los estándares establecidos para el llenado del tubo y calidad de la muestra. Las muestras analizadas a las 24 horas bajo las condiciones antes mencionadas presentan una variación por mucho menor al 10 % para el método utilizado en la realización del examen Hematocrito, por lo tanto es aceptable su mantención en estas condiciones cuando la muestra no se pueda hacer llagar al laboratorio antes de 8 horas.
