Trabajo de Artemia[1]

UNIVERSIDAD NACIONAL DE PIURA - FIP

ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRA M ACROALGRAS S


ÍNDICE PÁGINA

I.

INTRODUCCION .......................... ............ .......................... ......................... .......................... ........................... ........................... ........................ ........... 3

II. OBJETIVOS......................... ............ ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .......................... .................... ....... 4 III. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS ........................... ............. ........................... .......................... ........................ ........... 5 IV. FUNDAMENTO TEORICO ......................... ............ .......................... ........................... ........................... .......................... ...................... ......... 8 4.1. CARACTERÍSTICA GENERALES DE LA ARTEMIA .......................... ............ .......................... .............. 8 4.2. MORFOLOGÍA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES ................................. .................... ............... 13 4.3. TÉCNICAS PARA LA ECLOSIÓN DE QUISTES Y LA SEPARACIÓN DE NAUPLIOS DE LOS DESECHOS DE ECLOSIÓN ........................... ............. .......................... ...................... .......... 14 4.4. METODOLOGIA EMPLEADA EN EL CULTIVO CULTIVO DE ARTEMIA ARTEMIA

.........................

15

V. PROCEDIMIENTO .......................... ............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 17 5.1. ACONDICIONAMIENTO ACONDICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO .................................. ....................... ........... 17 5.2. DESCAPSULACIÓN.......................... ............. .......................... .......................... ........................... ........................... ...................... ......... 19 5.3. INCUBACIÓN .................................................................................................. 20 VI. OBSERVACIONES Y REGISTROS ........................... .............. .......................... .......................... .......................... .................. ..... 21 VII. CÁLCULOS Y RESULTADOS .............................................................................. 22 VIII.

DISCUSIONES ........................... .............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 32

IX. CONCLUSIONES ........................... .............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 33 X. RECOMENDACIONES ......................... ............ .......................... .......................... .......................... .......................... ........................... .............. 34 XI. BIBLIOGRAFIA ......................... ............ .......................... .......................... .......................... .......................... ........................... ......................... ........... 35



ÍNDICE PÁGINA

I.

INTRODUCCION .......................... ............ .......................... ......................... .......................... ........................... ........................... ........................ ........... 3

II. OBJETIVOS......................... ............ ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .......................... .................... ....... 4 III. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS ........................... ............. ........................... .......................... ........................ ........... 5 IV. FUNDAMENTO TEORICO ......................... ............ .......................... ........................... ........................... .......................... ...................... ......... 8 4.1. CARACTERÍSTICA GENERALES DE LA ARTEMIA .......................... ............ .......................... .............. 8 4.2. MORFOLOGÍA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES ................................. .................... ............... 13 4.3. TÉCNICAS PARA LA ECLOSIÓN DE QUISTES Y LA SEPARACIÓN DE NAUPLIOS DE LOS DESECHOS DE ECLOSIÓN ........................... ............. .......................... ...................... .......... 14 4.4. METODOLOGIA EMPLEADA EN EL CULTIVO CULTIVO DE ARTEMIA ARTEMIA

.........................

15

V. PROCEDIMIENTO .......................... ............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 17 5.1. ACONDICIONAMIENTO ACONDICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO .................................. ....................... ........... 17 5.2. DESCAPSULACIÓN.......................... ............. .......................... .......................... ........................... ........................... ...................... ......... 19 5.3. INCUBACIÓN .................................................................................................. 20 VI. OBSERVACIONES Y REGISTROS ........................... .............. .......................... .......................... .......................... .................. ..... 21 VII. CÁLCULOS Y RESULTADOS .............................................................................. 22 VIII.

DISCUSIONES ........................... .............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 32

IX. CONCLUSIONES ........................... .............. ......................... .......................... ........................... .......................... .......................... .................... ....... 33 X. RECOMENDACIONES ......................... ............ .......................... .......................... .......................... .......................... ........................... .............. 34 XI. BIBLIOGRAFIA ......................... ............ .......................... .......................... .......................... .......................... ........................... ......................... ........... 35



I.

INTRODUCCION



II. OBJETIVOS



Acondicionare y manejar adecuadamente un sistema de cultivo para producir zooplancton



Producir alimento de apoyo, mediante la Acuicultura del género Artemia



Capacitarse para realizar la descapsulación de Artemia



Capacitarse en el uso de la cámara “CIPA” y cuantificar el número de nauplios nacidos y los embriones no eclosionados, determinando su número por gramo y su número por mililitro

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III. MATERIALES Y EQUIPOS UTILIZADOS

2 Botellas no retorn ables de 3 L

1 ½de A gu a de m ar des infec tada

desinfectadas

Sistema de mang ueras y paliglobo

2 L de agua dulce desinfectada

desinfectadas

Vaso m l

chic o 150

Una cinta de em balaje



Lejía y Tiosu lfato

Quis tes de artemia hid ratado s

Esteroscopio

Salinómetro



Tijera

Vaso grande

Piceta

Cucharita de madera

Cám ara de c on teo d e zoop lanct on

Filtro de m alla de 125 micr as



Una pip eta de 2/100 (0.2) m L

Una pip eta de 2 m l

IV. FUNDAMENTO TEORICO 4.1. CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LA ARTEMIA Artemia sp. propio de hábitats acuáticos de elevada salinidad, típico habitante de lagos y pozas hipersalinas caracterizadas por comunidades con una baja diversidad de especies y simples estructuras tróficas. La supervivencia de las poblaciones de Artemia sp. es fuertemente dependiente de las interacciones salinidad - temperatura y de la concentración absoluta y relativa de sales en su ambiente, pudiendo tolerar temperaturas de 6 a 35C estando íntimamente ligadas a las características de cada cepa geográfica; también presenta características eurihalinas encontrándose poblaciones activas de formas autóctonas en salinas con salmuera sobresaturadas a salinidades del orden de 330 partes por mil (Amat, 1985), si bien Artemia sp posee mecanismos fisiológicos para vivir a bajas salinidades, el límite inferior en el ambiente natural está en la mayoría de casos, determinado por la presencia de predadores, que son abundantes en salinidades inferiores a 45 partes por mil. Más sorprendente que los propios niveles de salinidad que soporta Artemia sp. puede ser la composición iónica de estas salmueras en las que vive, así se la encuentra en lagos salados sulfatados o con altos contenidos de carbonatos en los que las proporciones entre los iones no son sólo diferentes a las que presenta el agua de mar, sino totalmente distintas.



En relación al pH del medio, Artemia sp. Se establece en ambientes que oscila entre la neutralidad y una relativa alcalinidad, se conoce muy poco acerca de la influencia del pH en juveniles y adultos. Para los quistes en particular, el pH es de gran importancia debido a que la eficiencia de su eclosión decrece cuando el pH del medio de incubación es inferior a 8. Los diferentes biotopos en que vive Artemia hacen que esté sujeto a una variedad de ambientes ecológicos con características físicas y químicas muy di ferentes entre sí, presentando por lo tanto una serie de variaciones morfológicas según el origen geográfico.





TAXONOMIA

Phyllum

Artrópoda

Clase

Crustácea

Subclase

Branquiopoda

Orden

Anostraca

Familia

Artemiidae

Género

Artemia, Leach 1819

ALIMENTACIÓN: Artemia es un filtrador no selectivo obligado, por tratarse de

un crustáceo primitivo no posee sustancias de reserva que le asegure un sustento energético por largos períodos de carencia, estando la actividad natatoria directamente relacionada con las actividades de alimentación y respiración. Su alimento se compone básicamente de microalgas que están presentes en los ambientes naturales hipersalinos (algunas especies de Chateoceros, Dunaliella, Tretaselmis,,Oscillatoria, Chlorella, etc.), pero también puede ingerir partículas de detritus ricas en bacterias halofílicas (Pseudomonas, Halobacterium, Acinetobacter,



etc.) y toda una serie de alimentos microparticulados (levaduras, salvados de arroz, soja, maíz, etc.) como los que se usan en el caso de cultivos intensivos. 

REPRODUCCIÓN: Existen formas bisexuales y partenogenéticas, en ambos

casos pueden reproducirse ovípara y ovovivíparamente. El modo reproductivo ovíparo se caracteriza por la formación de quistes, a veces mal llamados “huevos”, ya que en realidad son embriones en estado de latencia, se manifiesta cuando las condiciones ambientales no son favorables. Al darse esta situación, el embrión se desarrolla solamente hasta la fase de gástrula, comenzando así un estado ametabólico o de diapausa, momento en que se rodea de una delgada cáscara de naturaleza lipoproteica (hematina) denominada corion. El modo reproductivo ovovivíparo consiste en la producción de nauplios directamente. Se da generalmente cuando el animal no está expuesto a condiciones estresantes, es decir, en ambientes que gozan de una adecuada concentración de oxígeno disuelto. 

VALOR NUTRICIONAL: Los nauplios recién eclosionados son presas que

presentan un adecuado tamaño (400 – 500 u), buena digestibilidad y buena palatabilidad (grado de aceptación por los consumidores) presentando valores porcentuales entre 37-71% de proteína, 12-30% de lípidos, 11 - 23% de carbohidratos y 4-21% de cenizas; a diferencia del estado adulto que presenta entre 50-67% de proteínas, 2-19% de lípidos, 9-17% de carbohidratos y 9-25% de cenizas (Leger et al., 1986). En función a su contenido de ácidos grasos (compuestos con un papel muy importante en el normal desarrollo larval tanto de peces como de crustáceos) se propuso la existencia de dos tipos de Artemia sp., el tipo dulce acuícola, con altos niveles de ácido linoleico; y el tipo marino con buena presencia de ácido eicosapentanoico y menores niveles de ácido linoleico. 

OBTENCIÓN Y CONSERVACIÓN DE QUISTES: Existen cinco etapas

fundamentales para la preparación de quistes que son: colecta en zonas naturales o en cultivos intensivos, filtrado, lavado, secado, envasado y almacenado. En zonas naturales (salinas, lagos, zonas estuarinas), los quistes se acumulan en las orillas mezclándose con arena, lo que permite variaciones del nivel del agua y éstos están sometidos a deshidratación e hidratación, lo que disminuye su ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


viabilidad, por lo que al colectarlos deben de ser pasados por tamices, lavarse alternativamente con agua de mar y agua dulce, incluso se recomienda su centrifugación para eliminar la mayor parte de quistes no viables, y su secado por varios métodos, entre ellos corrientes de aire. 

PRODUCCIÓN DE QUISTES: Es importante mencionar que a salinidades bajas

(100 g/l), existe alta reproducción. Este dato debe considerarse, pues permite un reclutamiento continuo, pudiendo partir de una pequeña población, se puede obtener en pocas semanas producciones altas. A salinidades muy altas no hay reclutamiento, se generá la producción de quistes, acompañada de la muerte de los adultos. La producción de quistes no sólo se desencadena por altas salinidades, sino por alta temperatura y desecación, niveles tóxicos de iones (K, Ca, etc.). La Artemia es un organismo osmoregulador, por lo que dentro de su cuerpo la salinidad es baja y deshecha constantemente sales. 

PROCESO DE ECLOSIÓN: El fenómeno de eclosión es un fenómeno químico

puro (intercambio iónico), relacionado con la concentración de glicerol que posee el embrión, a mayor producción de glicerol hay mayor absorción de agua; en etapas críticas de presión osmótica la membrana se rompe, y después la concentración de glicerol súbitamente baja a cero, el glicerol es liberado. Si bien se ha observado que en altas densidades de quistes la presencia de glicerol es importante, pues interviene en la sincronía de la eclosión (ya que no actúa tóxicamente sobre las larvas). Es recomendable cambiar esta agua antes de que transcurran diez horas de la eclosión, ya que la presencia del glicerol incrementa las poblaciones bacterianas. http://www.fitoica.com/Biblioteca/TESIS/T03.pdf 

CICLO DE VIDA DE LA ARTEMIA: Las hembras adultas, alcanzan mayor

tamaño que los machos (11 a 12 mm). El ciclo de vida de la Artemia es muy singular, lo que las hacen tan útiles y necesarios para su uso en la acuicultura de peces y crustáceos. Se distinguen cuatro estadios morfológicos: nauplio, metanauplio, pre-adulto

y adulto.

Nauplio : Larva recién

nacida,

se

caracteriza

ausencia

de

por

la



segmentos en el cuerpo y por presentar gran cantidad de reservas vitelinas, su sistema digestivo lo tienen en formación (no se alimentan del exterior). Sus reservas nutricionales, su pequeño tamaño y su forma de obtención (eclosión de quistes), lo hacen un alimento vivo insustituible en la acuicultura. El nauplio es de color anaranjado, presenta en la base de la cabeza un ocelo central (ojo nauplio). Este estadio mide aproximadamente entre 400 a 480 micras según la sepa (procedencia), y dura entre 6 a 10 horas a 25 grados centígrados, para luego pasar al sub-estadio de nauplio 2 donde comienza a alimentarse. Este estadio a su vez dura entre 15 a 20 horas.

Nauplio

Metanauplio: Periódo más largo de la fase larval, en el que desarrolla los toracópodos, lo que permite diferenciarlos de la fase anterior, además del tamaño que alcanzan (2 a 3 mm).

Metanauplios

Preadulto: Estado en el que se manifiesta el dimorfismo sexual , especialmente por la forma que adoptan las antenas. En los machos, como ya se describió, adoptan la forma de tenazas y en la hembra la forma de hoja bastante pequeña.



Adulto: Su cuerpo está dividido en tres partes diferenciadas: cabeza – tórax – abdomen. En este estado, se observa un claro dimorfismo sexual, donde los animales alcanzan su madurez sexual, lo cual es fácilmente advertido con el comportamiento pre-copulativo, en el que el macho se adhiere (abraza) a la hembra fuertemente, nadando juntos (pegados). La hembra presenta en la región abdominal al lado del tubo digestivo, unas “bolsitas” donde desarrollan los

Hembra

Macho

huevos. Según P.Sorgeloos una hembra adulta es capaz de producir más de 300 quistes/nauplios cada cinco días, durante seis meses. En la práctica esta producción está acondicionada a variables como: nutrientes y condiciones físicoquímicas. La cantidad de quistes por gramo varía según la sepa de Artemia, la que sacan de una lata importada (Utah-USA) es de aproximadamente 200,000 quistes por gramo, la sepa de Virrilá (Perú) así como la de Salinas (Ecuador), llegan a más de 300,000 quistes por gramo.



Los nauplios pueden llegar a adultos en menos de tres semanas en ambientes naturales (entre 12 a 20 días), según las variables del ambiente (temperatura y alimento disponible), pero bajo condiciones de laboratorio y cultivos intensivos, logramos obtener adultos en menos de 10 días.

Ciclo de crecimiento de la Artemia 4.2. MORFOLOGÍA Y METABOLISMO DE LOS QUISTES La cáscara del quiste está formada de tres estructuras: 

El corion: Capa dura formada de lipoproteinas impregnadas de quitina y hematina (= producto de descomposición de la hemoglobina; la concentración de hematina determina el color de la cáscara, variando de un marrón pálido a un marrón oscuro). La principal función del corion es la de proporcionar una protección adecuada al embrión contra rupturas mecánicas y radiaciones (ej. las radiaciones ultravioletas de los rayos solares). Esta capa puede ser completamente eliminada (disuelta) por un tratamiento oxidativo a base de hipoclorito (= descapsulación del quiste; ver apartado 5.2.).



La membrana cuticular externa: Protege al embrión de la penetración de moléculas mayores que la molécula del CO2 (= membrana compuesta de varias



capas y con una función de filtro muy especial, actuando como barrera de permeabilidad). 

La cutícula embrionaria: Una capa transparente y altamente elástica que queda separada del embrión por la membrana cuticular interna (que se transforma en membrana de eclosión durante el proceso de incubación).

Desarrollo del qu iste de Artemia desde la incubación en agua de m ar (AM) hasta la liberación d el nauplio.

4.3. TÉCNICAS PARA LA ECLOSIÓN DE QUISTES Y LA SEPARACIÓN DE NAUPLIOS DE LOS DESECHOS DE ECLOSIÓN TEMPERATURA La temperatura deberá mantenerse en el intervalo de 25 –30°C. A temperatura por debajo de 25°C la eclosión es más lente y por encima de 30°C el metabolismo de los quistes se detiene irreversiblemente. Es mejor mantener una temperatura constante en el medio de eclosión para obtener una producción máxima de nauplios en estado I en el mismo periodo de incubación; para ello se deben poner a punto métodos rutinarios de eclosión y recogida de nauplios, asegurando unos resultados de eclosión constantes, independientemente de las fluctuaciones estacionales de la temperatura.



SALINIDAD Y pH Por razones de conveniencia práctica, se usa mayormente el agua de mar para la eclosión de los quistes. Sin embargo, a una salinidad de 5‰ aumenta la tasa de eclosión y se han registrados eficiencias de eclosión más elevadas para algunas cepas de quistes, teniendo los nauplios un mayor contenido energético.

OXÍGENO A fín de lograr una eclosión máxima (tanto en tasa como en eficiencia), se recomienda mantener unos niveles de oxígeno por encima de 2 mg/l. Las tasas óptimas de aireación han sido controladas localmente en función del tamaño del tanque y de la densidad de quistes incubados. La tasa de aireación se puede determinar facilmente midiendo el volumen de agua desplazado por las burbujas de aire en una probeta invertida durante un período de tiempo prefijado

4.4. METODOLOGIA EMPLEADA EN EL CULTIVO DE ARTEMIA 1er Paso: Hidratación De Los Quistes Se desea eliminar por completo el corion y esto se puede lograr únicamente cuando los quistes tienen su apariencia original o cuando son esféricos, para esto se necesita hidratar a los quistes de artemia, en la mayoría de las cepas la hidratación completa se logra tras 2 horas de mantener sumergidos los quistes en agua dulce o salada a 25°C (el tiempo de hidratación se incrementa cuando disminuye la temperatura y aumenta la salinidad). Se recomienda la utilización de los mismos recipientes, con fondo en forma de embudos usados para la eclosión con el fin de conseguir un hinchamiento homogéneo de los quistes por medio de un burbujeo de aire desde el fondo del tanque.

2do Paso :Tratamiento con la solución decapsuladora Una vez que los quistes hallan tomado su forma esférica y estén hidratados, se debe transferirlos a la solución de hipoclorito, para esto se tiene que: pasar los quistes a través un tamiz (filtro) de 125 micras, lavar eventualmente para eliminar ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


las impurezas y escurrir el exceso de aguay colocarlos en vaso de precipitado de 150ml. Una hidratación excesivamente prolongada antes de someter los quistes al tratamiento de hipoclorito parece afectar drásticamente la tasa y la eficiencia de eclosión de los quistes decapsulados. Los quistes hidratados que no puedan ser tratados inmediatamente podrían ser conservados durante algunas horas en una refrigeradora entre un rango de (0 –4°C).Se deberá acondicionar le recipiente que contiene a los quistes, con aireación para ayudar a que la descapsulacion sea mas efectiva y rápida. Existen dos tipos de hipoclorito que pueden ser utilizados, lejía (NaOCl) o polvo blanqueador (Ca(OCl)2). La actividad de este último producto suele venir indicada en su etiqueta comercial (generalmente, el 70% de actividad en peso). El método más sencillo es la determinación del índice de refracción, a condición que la solución sea reciente o que haya sido conservada adecuadamente, ej. Con un refractómetro. El peso de producto activo en el volumen de la solución decapsuladora por gramos de quistes secos a tratar es idéntico en ambos hipocloritos, (2 g de producto activo por gramo de quistes y 14 ml de solución decapsuladora por gramo de quistes). Las soluciones decapsuladoras se deberán preparar con agua de mar y tendrán que ser enfriadas hasta obtener temperaturas de t rabajo de 15 a 20°C.

3er Paso: Lavado y tratamiento de desactivación En el vaso de precipitado ya con la aireación, se agrega la solución descapsuladora que esta compuesta por 20ml de de cloro y 8ml de agua de mesa, tan rápido como se pueda se debe de extraer una gota de esta solución para ser observada al microscopio y este proceso termina cuando los quistes dejen de tener el color marrón y pasen a un color naranja vistoso lo que significa que ya ha terminado el proceso de descapsulacion

se filtrarán los quistes decapsulados y se lavarán con

abundante agua dulce (del laboratorio) hasta que el olor a cloro haya desaparecido por completo. Para eliminar los residuos de hipoclorito absorbidos por los quistes ya decapsulados serán desactivados en un baño de solución neutralizadora compuesta por 0.5ml de tiosulfato y 500ml de agua. ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


Esta desactivación tomará menos de un minuto, tras este tratamiento se lavarán otra vez los quistes con agua dulce o salada. http://www.fao.org/docrep/field/003/ab474s/AB474S00.HTM

V. PROCEDIMIENTO 5.1. ACONDICIONAMIENTO DEL SISTEMA DE CULTIVO 5.1.1. Desinfección de equipos y materiales: En primer lugar empleamos detergente y abundante agua para la limpieza de las botellas de 3 litro, luego utilizamos una solución hipoclorito de sodio (500mL de agua destilada y 6,25 mL de hipoclorito de sodio) que su única finalidad es reducir en t amaño las partículas contaminantes, ya que lo consigue por su alto grado de corrosión. Después, hicimos uso de una solución de tiosulfato de sodio (500 mL de agua destilada y 0,5 ml de tiosulfato de sodio) con una concentración de 150 ppm, cuya objetivo es eliminar las partículas del hipoclorito de sodio, ya que si queda alguna sería perjudicial para el cultivo. En la última parte de la desinfección se usó agua destilada para eliminar las partículas de tiosulfato de sodio.

5.1.2. Acondicionamiento del sistema de cultivo: Para el acondicionamiento de sistemas de cultivo se siguieron los siguientes pasos: 

Se procedió a realizar un corte en las 2 botellas descartables de tres litros previamente desinfectadas; en una se le realizo un corte a la altura de la mitad de la botella, a manera que sirviera de respaldo para la segunda botella, a la cual se le realizo un corte en la parte inferior.



La botella a la que se le ha realizado el

corte en la

parte inferior debe de estar tapada, se

introdujo

en la otra botella cortada a manera de

embudo

generando

un

ambiente

para

la

incubación, se aseguro esta unión con

cinta

embalaje.


de


Botella para el cultivo de artemia



El paliglobo que permitirá llevar el aire al fondo de nuestro medio de incubación, proveniente del sistema de aireación, se sujeto a la botella por medio de cinta de embalaje.



Por último se usaron unas mangueras y llaves de plástico para llevar el aire proveniente de la tubería a nuestro medio de incubación.

5.1.3. Hidratación de Artemia: Teniendo en cuenta que la Artemia salina se reproduce a través de quistes de gran resistencia que se mantienen intactos incluso en largos periodos alejados de cualquier fuente de agua. En ese momento los quistes se encuentran en una especie de paréntesis biológico por lo que para su incubación necesitamos hidratarlo, colocando dos gramos en un recipiente con agua por una a dos horas.

5.2. DESCAPSULACIÓN Los quistes que tienen una

cápsula denominada corion. Deberemos proceder a

eliminar con hipoclorito sódico (lejía) diluido en agua aproximadamente con unos 0,5 gr ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


por cada gramo de quiste. Como esta proporción es compleja de determinar bastará con preparar la mezcla y sumergir los huevos que con la oxidación pasarán de tener un color marrón oscuro a un naranja vivo. Para lo que se realizo lo siguiente: 

Primero preparamos una solución neutralizadora para lo que se agrego en un vaso de precipitado 500ml de agua de mesa sin gas y 0.5ml de tiusulfato.



Se preparo una solución descapsuladora para lo que usamos una probeta a la cual le agregamos 20ml de lejía y 8ml de agua de mesa sin gas. Al mismo tiempo se procedía a realizar el filtrado de los quistes de artemia, por lo que se les coloco en un filtro y por medio de los bajalenguas se les agrego a la solución descapsuladora.



Se preparo una línea de aire para permitir que la solución descapsuladora trabajase homogéneamente en los quistes de artemia, también se extrajo una muestra la que se llevo al microscopio para observar el avance de la actividad corrosiva de la legía sobre el corion, el color de los quistes de artemia pasaban de un color marrón oscuro

a

un naranja vivo, se

tomaba el

tiempo

que

los quistes

en la solución.


duraría


5.2.1. Lavado: 

Cuando el corion se ha oxidado totalmente se le agrega la solución neutralizadora y se anta el tiempo que duro la descapsulación.

5.3. INCUBACIÓN 

Teniendo en consideración que la perdida de embriones de artemia era significativa se uso como volumen un litro del agua preparada a 20 ‰ para muestro medio de cultivo, Se llevó el filtro y se introdujeron las artemias.



Para permitir que todos los embriones de artemia que se encontraban en el filtro se separo el agua de mar a 20 ‰ en dos cantidades de medio litro, un volumen del agua se encontraba en nuestro medio de cultivo y se uso el volumen restante para introducir por medio de un lavado los embriones que se quedaran adheridos.



Luego se procedió a cubrir el cultivo para evitar el ingreso de predadores.

VI. OBSERVACIÓN Y REGISTROS (MUESTREO) ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS






Se observaron quistes de artemia hidratada.

Para la obtención de nuestra muestra se extrajo con una pipeta de 5ml un volumen de 4ml del sistema de incubación y se llevo a una placa petri.



Se extrajo 4ml de formol y se llevo a la nuestra obteniendo un volumen de 8ml.



Con una pipeta se extrajo 0.2ml de nuestra y se llevo a una cámara de conteo de zooplancton “CIPA" y se procedió a observar al microscopio.



Se tomaron 5 muestras que se observaron en el microscopio.



En las observaciones del microscopio determinamos el número de nauplios, metanauplios, instar, membranas y no nacidos.



VII. CALCULOS Y RESULTADOS 

Preparación del medio de cultivo (Agua de mar con salinidad de 20‰) Para preparar el medio de cultivo se contaba con:

-

Agua de mar a 34 ‰ de salinidad

- Agua de mesa a 0 ‰ de salinidad Se desea tener 2000 ml de agua con una salinidad de 20 ‰ Se aplicó la fórmula:

(Vi) x (Da) = (V 2) x (Dc) (2000 ml) x (20‰) = (V2) x (34‰) (V2) = 1176.47

En este caso decidimos redondear y trabajar con 1200 ml de agua de mar. Por diferencia se obtuvo que la cantidad de agua dulce era 600 ml, para finalmente tener agua tratada con una salinidad de 20 ‰. Volumen total = Volumen de agua de mar

–

Volumen de agua de mesa

Volumen total = Volumen de agua de mar – Volumen de agua de mesa Volumen de agua de mesa = Volumen total – Volumen de agua de mar Volumen de agua de mesa = 2000 ml – 1200 ml Volumen de agua de mesa = 1200 ml

Volumen de agua de mesa = 1200 ml


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Preparación de la solución descapsuladora

Para la preparación de la solución descapsuladora se tiene unos requisitos que se deben tener en cuenta, por ejemplo: 0.5 gr de Hipoclorito de sodio -------- 1 gr de quistes X gr de hipoclorito de sodio ----------- 2 gr de quistes 1 gr de hipoclorito de sodio

Haciéndose los siguientes cálculos, La lejía usada tenía una concentración de 50 gr de Hipoclorito de sodio para 1 000 ml de lejía. 50 gr de H de Sodio ---------------- 1 000 ml de lejía 0.5 gr de H de Sodio ---------------- X

X = (1 gr de H de Sodio)(1 000 ml de lejía) 50 gr de H de Sodio X = 20 ml de lejía



Por diferencia se obtiene la cantidad de agua para obtener la solución descapsuladora: Volumen S.D.

=

Volumen de lejía + Volumen de agua

Volumen de agua = Volumen S.D. – Volumen de lejía Volumen de agua =

28 ml – 20 ml

Volumen de agua =

8 ml

7.1. PRIMER MUESTREO 

Este muestreo se realizo el día sábado 5 de marzo.



En los siguientes cuadros se encuentran los resultados de los siguientes muestreos. ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


MUESTRA 1 NO NACIDOS

13

INSTAR

3

NAUPLIOS

14

MEMBRANA

1

METANAUPLIO

0


7

INSTAR

1

NAUPLIOS

4

MEMBRANA

0

METANAUPLIO

0


14

INSTAR

0

NAUPLIOS

18

MEMBRANA

2

METANAUPLIO

0


8

INSTAR

1

NAUPLIOS

19

MEMBRANA

3

METANAUPLIO

0




20

INSTAR

2

NAUPLIOS

12

MEMBRANA

3

METANAUPLIO

0

OBSERVACIONES DE LA SEGUNDA MUESTREO:

NAUPLIO

INSTAR

En este nuesteo encontramos nauplios instar y meMbranas, no se encontraron metanauplios debido a que el nauplio alcansaria este estadio al segundo dia.

PROMEDIO NO NACIDOS

12.4

INSTAR

1.4

NAUPLIOS

13.4

MEMBRANA

1.8

METANAUPLIO

0



DETERMINACIÓN DE LA EFICIENCIA DE ECLOSIÓN

  

     

N = Número de nauplios e instar nacidos. Vi = Volumen de incubación en ml. Vm = Volumen de muestra. P = Peso de los quistes puestos a incubar.

Nota: Por la perdida de los embriones de artemia por el filtro consideramos un peso de quistes puestos a incubar de 0.7gr. N = 14.8 Número de nauplios e instar nacidos. Vi = 1000 ml de volumen de incubación. Vm = 0.2 ml de volumen de muestra. P = 0.7g de peso de los quistes puestos a incubar.

  

48   7 2

   5 7428

 

DETERMINACIÓN DEL PORCENTAJE DE ECLOSIÓN 

     

P.E.= porcentaje de eclosión. NN= nauplios nacidos. NV= nauplios viables. Nota: se determinara el porcentaje de eclosión según los siguientes datos:



NN = 14.8 nauplios nacidos.   

48  

NV =12.4 nauplios viables.

48  24

   544     

7.2. SEGUNDO MUESTREO 

Este muestreo se realizo el día domingo 6 de marzo con una temperatura de 30ºC.



En los siguientes cuadros se encuentran los resultados de los siguientes muestreos.


5

INSTAR

1

NAUPLIOS

1

MEMBRANA

3

METANAUPLIO

5


7

INSTAR

1

NAUPLIOS

1

MEMBRANA

0

METANAUPLIO

12


8

INSTAR

0

NAUPLIOS

0

MEMBRANA

0

METANAUPLIO

4




11

INSTAR

1

NAUPLIOS

0

MEMBRANA

1

METANAUPLIO

8


16

INSTAR

0

NAUPLIOS

2

MENBRANA

0

METANAUPLIO

8

OBSERVACIONES DEL SEGUNDO MUESTREO

En estas fotos tenemos las imágenes de metanauplios y no nacidos



Para la determinacion del volumen de agua se mide en la probeta, dando como resultado 900ml.

PROMEDIO NO NACIDOS

9.4

INSTAR

0.6

NAUPLIOS

0.8

MENBRANA

0.8

METANAUPLIO

7.4

No Nacidos: 9.4 no nacidos ---- 0.2 ml X

---------------- 900ml

X = (9.4 no nacidos)(900 ml ) 0.2 ml

X = 42300 no nacidos ING. EDGAR VEGA ALCAZAR – CULTIVO DE FITO, ZOO, Y MACROALGRAS


Instar: 0.6 Instar------------ 0.2 ml X

---------------- 900 ml

X = (0.6 Instar)(900 ml ) 0.2 ml

X = 2700 Instar

Nauplios: 0.8 nauplio ----------- 0.2 ml X

---------------- 900 ml

X = (0.8 nauplio)(900 ml ) 0.2 ml

X = 3600 Nauplios

Metanauplios: 7.4 Metanauplio ----------- 0.2 ml X

---------------- 900 ml

X = (7.4 metanauplio)(900 ml ) 0.2 ml

X = 33300 Nauplios.





48   7 2

   5 7428

 

Nota =Pero al haber usado 4ml de muestra y 4ml de formol el porcentaje de eclosión se multiplica por 2. E.E.=105 714.28 nacidos /gramo X 2= 211 428.57 nacidos /gramo



VI. DISCUSIONES



VII. CONCLUSIONES



VIII.

RECOMENDACIONES


Trabajo de Artemia[1]

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