ACARA II ISOLASI AMILUM DARI UBI KAYU DAN HIDROLISISNYA A. Pendahuluan
1. Latar belakang Secara biokimia, karbohidrat adalah polihidroksil-aldehida atau polihidroksil-keton, atau senyawa yang menghasilkan senyawa-senyawa ini bila dihidrolisis. Karbohidrat mengandung gugus karbonil (sebagai aldehida atau keton) dan banyak gugus hidroksil. Pada awalnya istilah karbohidrat digunakan untuk golongan senyawa yang mempunyai rumus (CH2O)n yaitu senyawa-senyawa senyawa-senyawa yang n atom karbonnya tampak terhidrasi oleh n molekul air. Namun demikian ada juga karbohidrat yang tidak memiliki rumus demikian dan ada pula yang mengandung nitogen, fosforus atau sulfur. Pati merupakan zat gizi penting dalam makanan sehari-hari. Menurut Greenwood dan Munro, sekitar 80% kebutuhan energi manusia didunia dipenuhi oleh karbohidrat. Karbohidrat ini dapat dipenuhi dari berbagai sumber seperti biji-bijian, umbi-umbian dan batang (sagu) sebagai tempat penyimpanan pati yang merupakan cadangan makanan bagi tanaman. Sumber dan produksi pati di negara kita sangat berlimpah, yang terdiri dari tapioka, pati sagu, pati beras, pati umbi umbian selain singkong diasmping sumber pati yang belum diproduksi secara komersial. Dilain pihak, industri pengguna pati menginginkan pati yang yang mempunyai spesifikasi, kekentalan yang stabil baik pada suhu tinggi maupun suhu rendah, ketahanan yang baik terhadap perlakuan mekanis, dan daya pengentalnya tahan pada kondisi asam dan suhu tinggi. o
Pati mengandung 10% air pada RH 54% dan 20 C. Pada umumnya pati tersusun dari 25% amilosa dan 75% amilopektin. Amilosa merupakan polimer berbentuk panjang dan lurus dan sedikit cabang (kurang dari 1%) dengan berat molekul 500.000 g/mol. Unit-unit glukosa terhubung oleh ikatan α-1,4 α-1,4 pada molekul amilosa. Molekul amilosa berbentuk helix dan
bersifat hidrofobik. Amilopektin memiliki bentuk yang bercabang dan memiliki berat molukul 107-109g/mol bergantung pada jenis tanamannya. Pati terbentuk dari monomer-monomer glukosa. Pati alami seperti tapioka, pati jagung, sagu dan pati-pati lain mempunyai beberapa kendala jika dipakai sebagai bahan baku dalam industri pangan maupun non pangan. Jika dimasak, pati membutuhkan waktu yang lama, juga membentuk pasta yang terbentuk keras dan tidak bening. Selain itu sifatnya terlalu lengket dan tidak tahan dengan perlakuan asam. Kendala-kendala tersebut menyebabkan pati alami terbatas penggunaannya dalam industri. Pati (C 6 H 10 O5 ) n dalam perdagangan dikenal dua macam pati, yaitu pati yang belum dimodifikasi dan pati yang telah dimodifikasi. Pati dapat dimodifikasi melalui cara hidrolisis, oksidasi, cross-linking atau cross ling starch. Pati ini biasanya dibuat dengan cara mengasamkan
suspensi pati sampai pH tertentu dan memanaskan pada kondisi tertentu pula, sampai diperoleh derajat konversi atau modifikasi yang diinginkan, karena sebagian pati terhidrolisis menjadi dekstrin, maka viskositas larutan menjadi rendah. Ekstraksi pati dari ubi kayu dapat dilakukan dengan berbagai cara, dari yang amat sederhana sampai yang sangat modern. Walaupun demikian, prinsip dasar dan cara kerja dari proses-proses industri tersebut sama. Pemisahan pati dari sel-sel parenkim penyimpanan pati di dalam ubi kayu dilakukan cara memarut, kemudian pati dipisahkan dari serat-serat kasar (selulosa) dengan cara pengendapan dan penepisan. Suspensi encer pati (amilum) di dalam air bila dipanaskan akan mempercepat dan meningkatkan penyerapan air oleh butir-butir pati. Semakin tinggi suhu pemanasan, akan semakin banyak air yang diserap butir pati, yang berakibat terjadinya penggelembungan butir pati tersebut. Bila penggelembungan pati ini melewati batas maksimum, maka butir pati akan pecah dan molekul pati yang telah terhidrasi akan ”terlarut” kedalam air (membentuk koloid). Pada fase ini pati telah mengalami gelatinisasi. Viskositas suspensi pati meningkat selama pemanasan, menurun setelah
mencapai suhu gelatinisasi, dan meningkat setelah didinginkan. Suhu gelatinisasi pada tiap-tiap jenis pati sangat bervariasi, biasanya merupakan o
o
kisaran antara lain pati beras 68-78 C, pati kentang 55-58 C dan pati o
jagung 62-72 C. 2. Tujuan Praktikum Tujuan praktikum praktikum acara II isolasi amilum ubi ubi kayu dan hidrolisisnya ini adalah sebagai berikut berikut : 1. Mengetahui isolasi pati pada ubi kayu 2. Menentukan produk hidrolisis pati 3. Melakukan uji kualitatif terhadap hidrolisis pati dengan cara uji molisch, uji pikrat, uji barfoed, dan uji selliwanof. 4. Mengetahui reaksi peragian (fermentasi) dengan uji benedict dan uji iod. B. Tinjauan Pustaka 1. Tinjauan Bahan
Amilum atau bahasa sehari-hari disebut pati terdapat pada umbi, daun, batang dan biji-bijia. Batang pohon sagu mengandung pati yang setelah dikeluarkan dapat dijadikan bahan makanan rakyat di daerah Maluku. Umbi yang terdapat pada ubi jalar atau ketela pohon atau singkong mengandung pati yang cukup banyak, sebab ketela pohon tersebut selain dapat digunakan sebagai makanan sumber karbohidrat, juga digunakan sebagai bahan baku dalam pabrik tapioka (Poedjiaji, 1994). Ubi kayu atau singkong atau ketela pohon merupakan tanaman perdu yang berasal dari benua Amerika tepatnya Brazil. Penyebarannya hampir ke
seluruh
dunia,
Tiongkok.Pengolahan
antra
lain
Afrika,
Ubi
kayu
dalam
Madagaskar, industry
India
makanan
dan dapat
digolongkan menjadi 3, yaitu hasil fermentasi ubi kayu (tape/peuyem), ubi kayu dikeringkan (gaplek), tepung ubi kayu/tapioka. Ubi kayu juga merupakan tanaman perdaganagan ( cash crop) yang menghasilkn pati
(starch), etanol, gula cair, sorbitol, monosodium glutamate, tepung
aromatik dan pellet (Malikhah, 2010). Ragi adalah suatu inokulum atau starter untuk melakukan fermentasi dalam pembuatan produk tertentu. Ragi ini dibuat dari tepung beras, yang dijadikan adonan ditambah ramuan-ramuan tertentu dan dicetak dengan diameter ± 2 – 3 cm, digunakan untuk membuat arak, tape ketan, tape ketela (peuyeum), dan brem di Indonesia. Secara tradisional bahan-bahan seperti laos, bawang putih, tebu kuning atau gula pasir, ubi kayu, jeruk nipis dicampur dengan tepung beras, lalu ditambah sedikit air sampai terbentuk adonan. Adonan ini kemudian didiamkan dalam suhu kamar selama 3 hari dalam keadaan terbuka, sehingga ditumbuhi khamir dan kapang secara alami. Setelah itu adonan yang telah ditumbuhi mikroba diperas untuk mengurangi airnya, dan dibuat bulatan-bulatan lalu dikeringkan (Puspitasari, 2009). Uji glukosa yang sangat positif ( lebih dari 2% glukosa dalam air seni ) dinyatakan dari produksi endapan perak atau larutan merah. Pada konsentrasi larutan gula yang rendah, larutan uji yang biru berubah menjadi hijau atau kuning. Gula tidak memberikan uji positif dengan pereaksi benedict dan tollens jika bentuk siklik dan aldehida tidak berada dalam kesetimbangan dengan bentuk aldehida. Semua gula yang berupa asetat atau ketal ( baik disebabkan oleh pembentukan eter dari gugus hidroksil hemi asetal dengan alcohol biasa atau pembentukan ikatan glikosida ). Bersifat non pereduksi. Uji benedict dan tollens untuk karbohidrat berlaku bagi gula sederhana. Polisakarida seperti amilosa seharusnya adalah gula pereduksi, karena bentuk hemi asetal pada unit gula terakhir berada dalam kesetimbangan dengan bentuk aldehidanya. Tetapi jika rantai polisakarida terlalu panjang, jumlah gugus ujung dalam suatu contoh misbi sedikit sehingga kepositifan uji benedict atau tollens. Jadi, polisakarida besar seperti pati atau selulosa pada umumnya bukan gula pereduksi (Wilbraham, 1992).
Pati adalah polimer D-glukosa dan ditemukan sebagai karbohidrat simpanan dalam tumbuhan. Pati terdapat sebagai butiran kecil dengan berbagai ukuran dan bentuk yang khas untuk setiap spesies tumbuhan. Pati terdiri atas 2 polimer yang berlainan, senyawa rantai lurus, amilosa, dan komponen yang bercabang, amilo pektin. Dalam pati yang paling umum seperti jagung, beras, dan kentang, fraksi rantai lurus merupakan komponen tambahan dan besarnya sekitar 17-30% dari keseluruhan. Warna biru khas pati yang dihasilkan dengan iodium berkaitan khusus dengan fraksi rantai lurus ( Deman, 1988). 2. Tinjauan Teori
Oksidasi mempunyai peranan penting dalam kimia dan analisis karbohidrat. Gula pereduksi teroksidasi dan zat pengoksidasi lemah seperti larutan benedict dan fehling dan pereaksi tollens. Hasil oksidasi pertama aldosa ialah asam monokarboksilat yang dikenal sebagai asam aldonat. Penamaan asam aldonat ialah dengan mengakhirkan – osa pada nama aldosa dengan asam – onat. Pereaksi benedict fehling dan tollens mengoksidasi baik aldosa maupun 2-ketosa menjadi asam aldonat, akan tetapi mereka biasanya tak digunakan dalam sintesis asam tersebut. Polisakarida penting, yaitu pati dan selulosa, adalah poliglukosida. Sifat fisiknya yang amat berbeda disebabkan oleh perbedaan konfigurasi pada atom karbon kiral ( karbon anomer ) ikatan glukosida ( Pine, 1988). Tujuan penyaringan adalah untuk mendapatkan endapan yang bebas (terpisah) dari larutan (cairan induk). Alat-alat yang digunakan untuk menyaring adalah kertas saring (pakai corong gelas), gooch dilapisi serat asbes, dan penyaring atau gelas sinter.Saringan yang digunakan tergantung dari sifat endapan dan juga dari suhu pengerjaan selanjutnya. Kertas saring dipakai untuk endapan yang gelatinus. Kertas saring harus dapat menahan zarah-zarah endapan tetapi dapat dilalui dengan mudah oleh cairan. Kertas saring berdasarkan pada besarnya pori-pori kertas ada 3 macam yaitu untuk endapan yang sangat halus, untuk endapan sedang, dan untuk endapan yang gelatinus. Endapan yang masih melekat pada dasar tempat pengendapan
dilepas dengan gelas pengaduk yang ujungnya diberi pipa karet/plastic yang sesuai. Seluruh endapan secara kuantitatif harus masuk saringan dan tertahan sempurna oleh saringan juga pengaduk harus bebas dari endapan yang masih melekat dengan menyemprot menggunakan aquades dan ditampung kedalam saringan (Rohman, 1993). Amilum terdiri atas dua macam polisakarida yang kedua-keduanya adalah polimer dari glukosa, yaitu amilosa (kira-kira 20-28%) dan sisanya amilopektin. Amilosa terdiri atas 250-300 unit D-glukosa yang terikat dengan ikatan α 1,4-glikosidik dan sebagian lagi ikatan 1,6-glikosidik. Adanya ikatan 1,6-glikosidik ini menyebabkan terjadiny cabang, sehingg molekul amilopektin berbentuk rantai terbuka dan bercabang-cabang. Amilum dapat dihidrolisis sempurna dengan menggunakan asam sehingga menghasilkan glukosa. Hidrolisis ini juga dapat dilakukan dengan bantuan enzim amilase (Poedjiaji, 1994). Pati merupakan homopolimer glukosa dengan ikatan α-glikosidik. Berbagai macam pati tidak sama sifatnya, tergantung dari panjang rantai Cnya, serta apakah lurus atau bercabang rantai molekulnya. Pati terdiri dari dua fraksi yang dapat dipisahkan dengan air panas. Fraksi terlarut disebut amilosa dan fraksi tidak terlarut disebut amilopektin. Amilosa mempunyai cabang dengan ikatan α-(1,4)-D-glukosa, sedang amilopektin mempunyai cabang dengan ikatan α-(1,4)-D-glukosa sebanyak 4-5% dari berat total. Pada umumnya karbohidrat dapat dikelompokan menjadi monosakarida, oligosakarida dan polisakarida. Monosakarida merupakan sautu molekul yang dapat terdiri dari 5 atau 6 atom C, sedangkan oligosakarida merupakan polimer dari 2-10 monosakarida, dan pada polisakarida merupakan polimer yang terdiri dari lebih 10 monomer monosakarida (Winarno, 1984). Pati terisolasi dari tanaman berbonggol banyak seperti tanaman serealia. Pati adalah bahan baku yang relatif murah dengan sifat fisik dan kimia yang ideal dalam berbagai aplikasi di bidang makanan maupun nonpangan. Fungsi pati menjadi lebih kompleks dengan didorong kemampuan untuk memodifikasi granula pati secara kimia, genetika dan enzimatis, serta
urutan variasi dalam sifat pati itu sendiri. Hal itu bergantung pada genotipe tanaman dan kondisi lingkungan sekitar (Wischmann, 2006). Pati singkong berasal dari akar singkong yang secara luas digunakan dalam industri makanan karena viskositasnya tinggi, penampilan yang baik serta biaya produksi yang relatif rendah. Biasanya pati termodifikasi digunakan untuk industri baik dalam bidang pangan maupun non-pangan seperti untuk zat aditif, pengikat, pelapis pasta dll. Untuk singkong yang dirubah menjadi pati, pati singkong dijadikan substrat awal baku dan dilarutkan sebagai larutan koloid yang disebut Cassava Starch Solution (CSS). Pengetahuan tentang sifat-sifat CSS penting diketahui untuk mendesain sebuah proses produksi yang tepat. (Cansee, 2008).
C. Metodologi
1. Alat a. Tabung reaksi dan rak tabung reaksi b. Pipet ukur c. Gelas ukur d. Cawan porselen e. Corong Buchner f. Stopwatch g. Timbangan analitik h. Waterbath i. pH meter j. Spektrofotometer k. Bola hisap l. Blender m. Alat parut n. Pisau o. Kain saring
2. Bahan a. Umbi ubi kayu b. Alkohol 95% c. HCl pekat d. H2SO4 pekat e. Na2CO3 1M f.
Aquades
g. Pereaksi Fehling h. Pereaksi Barfoed i.
Pereaksi Selliwanoff
j.
Pereaksi Molisch
k. Pereaksi Pikrat l.
Larutan ragi roti 20%
m. Larutan Iodine 0,01 M n. Larutan NaOH 8N o. Larutan gula 1% p. Larutan fruktosa 1% q. Larutan pati 1% r.
Hidrolisa pati
1. Cara Kerja Percobaan 1 : Isolasi pati ubi kayu A. Isolasi Pati Umbi/biji-bijian Umbi-umbian dikupas dan ditimbang sebanyak 100 gram.
Ubi kayu kemudian dicuci,diparut dan dimasukan kedalam blender
Aquades dimasukan sebanyak 200ml kemudian dihaluskan selama 30 detik.
Residu disaring dengan kain saring dan larutan yang keruh ditampung dalam gelas ukuran 500ml
ditambahkan 200ml aquades, dikocok kemudian pertikel yang tidak l arut dibiarkan mengendap dan larutan yang jernih didekantasi.
Larutan yang keruh dan endapannya ditambah de ngan 100ml alkohol 95% dan disaring dengan corong buchner
Pati yang diperoleh dikeringkan dengan meratakan pati yang didapat pada kertas saring suhu kamar.
Hidrolisis Pati disediakan 25ml larutan pati 1% (dibuat dari amilum tahap pertama) dalam sebuah gelas beaker.
ditambahkan 10 tetes HCL pekat, dan didihkan
Setelah 2 atau 5 menit, larutan diambil dan dilakukan uji iod. Hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15
Pada waktu yang sama (menit ke 2 atau 5) diambil 1ml larutan pati kedalam tabung reaksi, hal ini juga dilakukan pada menit ke 10 dan 15.
Setelah itu pada masing-masing tabung reaksi ditambahkan 5ml pereaksi Fehling.
diamati derajat yang reduksi yang terjadi dan bandingkan dengan pekerjaan uji iod (perubahan warna)
B. Uji kualitatif terhadap Hidrolisis Pati Sisa hidrolisat pati dari tahap II dipanaskan lebih lanjut selama 10 menit dalam penangas air.
didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8N
Diamati perubahan warna dan pH (cek dengan kertas pH atau pH meter.
1. Uji Molisch ditambahkan 2 tetes pereaksi molisch ke dalam tabung-tabung reaksi yang telah berisi 2 ml larutan glukosa 1%, fruktosa 1% hidrolisat pati dan larutan pati 1%
Asam sulfat pekat sebanyak 5 ml dengan hati-hati dan perlahan-lahan tambahkan melalui dinding tabung-tabung reaksi tersebut
diamati perubahan yang terjadi
2. Uji Pikrat dicampur 2 ml larutan-larutan glukosa 1% fruktosa 1%, hidrolisat pati dan larutan pati 1% masing-masing dengan 1 ml larutan asam pikrat jenuh dan 0,5 ml Na 2CO3 1M
Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersama didalam penangas air yang mendidih sampai terjadi perubahan warna
3. Uji Barfoed (monosakarida yang reduksi) ditambahkan 1 ml dari larutan glukosa 1%, fruktosa 1%, hidrisilat pati dan larutan pati 1% kedalam masing-masing tabung reaksi yang berisi 3 ml pereaksi Barfoed.
Seluruh tabung reaksi kemudian diletakan pada pemanas air yang telah mendidih selama 1 menit atau lebih sampai terlihat adanya reduksi.
Amati perubahan yang terjadi
4. Uji seliwanof
Masing-masing tabung reaksi dimasukan pereaksi Seliwanof sebanyak 3 ml Larutan glukosa 15, fruktosa 1%, hidrosilat pati dan larutan pati 1% ditambahkan sebanyak 3 tetes kedalam setiap tabung reaksi
Tabung reaksi dimasukan 5 ml larutan suspensi ragi roti 20%, 5 ml hidrosilat pati dan 5 ml buffer fosfa (pH 6,6-6,8)
Seluruh tabung reaksi kemudian dipanaskan secara bersamaan didalam pemanas air an mendidih sam ai ter aid erubahan warna
Campuran dibiarkan selama 1 jam
diamati perubahan warna yang terjadi.
Prosedur yang sama dilakukan untuk larutan pati 1%. Adanya gelembung CO2 menunjukan adanya reaksi peragian.
Uji benedict dilakukan dengan memasukan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan sampel kedalam tabung reaksi
Tabung reaksi dimasukan kedalam pemanas air selama 5 menit atau dipanaskan langsung selama 1 menit.
Reaksi positif jika terjadi warna hijau, merah, oranye, atau merah bata dan endapan merah bata tergantung dari banyaknya Cu 2O yang terbentuk
Uji Iod dilakukan dengan mengambil 1 tetes larutan (larutan suspensi ragi roti 5% dan larutan sukrosa 10%
diteteskan ke lampeng porselin/ test plate dan ditambah 1 tetes larutan 0,01 N Iod.
E. HASIL DAN PEMBAHASAN
I. Isolasi Pati dari Ubi Kayu a. Isolasi Pati Ubi Kayu Massa awal ubi kayu
: 100 gr
(a)
Massa akhir pati
: 16,8 gr
(b)
Rendemen =
=
16,8 100
X 100%
x 100%
= 16,8 % Pembahasan : Pengamatan pada praktikum Isolasi Pati Ubi Kayu, berat ubi kayu setelah proses pengupasan sebesar 100 gram. Kemudian, ubi kayu diblender dengan aquades 200 ml selama 30 detik. Residu disaring menggunakan kertas saring sehingga didapatkan larutan keruh. Kemudian, menambahkan aquades kembali sebanyak 200 ml, dihomogenkan dan bila ada partikel yang tidak larut dibiarkan sehingga terjadi endapan dan larutan jernih terdekantasi. Larutan keruh beserta endapannya tersebut ditambahkan lagi alkohol 95% sebanyak 100 ml kemudian disaring dengan 2 saringan yaitu kertas saring dan kain saring. Pati pada kertas saring dikeringkan dan diperoleh massa pati sebesar 16,8 gram dan rendemen sebanyak 16,8%. Faktor yang mempengaruhi rendemen pati adalah mutu bahan baku (umur, penanaman, bibit), penanganan pasca panen (perajangan, perbandingan bahan-air),proses ekstraksi, lama penyaringan. Fungsi dari penambahan alkohol 95% adalah untuk mencuci endapan yang kemudian disaring dengan kertas saring. Hasilnya adalah larutan jernih dan endapan putih, kemudian endapan putih ini dikeringkan menggunakan oven yang selanjutnya digunakan untuk hidrolisis.
b. Hidrolisis Pati Tabel 2.1 Uji Iod Hasil Hidrolis Pati Perubahan Warna Kel
Waktu
Sampel
Keterangan Warna Awal
Warna Akhir
0’ 1 dan 7
1 dan 7
1 dan 7
Putih bening
Kuning bening dan ada bercak biru
Warna biru menunjukkan adanya pati
5’ Putih keruh
10’
7
Warna biru menunjukkan adanya pati
15 ml larutan pati 1% + 10 tetes HCl pekat *didihkan, ambil 1 tetes larutan tersebut + 1 tetes larutan iod 0,01 N
Biru tua
Warna biru menunjukkan adanya pati Putih keruh Putih keruh
Biru lebih tua Ungu tua
1 15’
7 Sumber : Laporan Sementara
Putih keruh
Biru kehitaman
Putih keruh
Coklat
Tidak ada endapan
Warna biru menunjukkan adanya pati
Tidak ada endapan
Proses hidrolisis pati, larutan pati 1% terlebih dahulu ditambah 10 tetes HCl sebelum larutan iod. Hidrolisis pati dengan asam, dapat dibuat dengan mengontrol hidrolisis asam dalam suspensi. Fungsi penambahan HCl pekat sebagai enzim yang dapat mempercepat terbentuknya pati. Kemudian
dididihkan. Setelah 5 menit larutan diambil 1 tetes untuk melakukan uji Iod dengan cara menambah 1 tetes larutan 0,01 N Iod ke lempeng porselen/test plate. Dari hasil pengujian Iod tersebut, diperoleh data pada menit ke-0, menit ke-5, menit ke-10 dan menit ke-15 warna yang terjadi adalah putih keruh menjadi biru hitam dan tidak ada endapan. Pati yang berikatan dengan iodin akan menghasilkan warna biru. Sifat ini menunjukan adanya pati. Struktur molekul pati yang berbentuk spiral, sehingga akan mengikat molekul iodin. Bila pati dipanaskan, spiral merenggang, molekul – molekul iodin terlepas sehingga warna biru hilang. Pati akan merefleksikan warna biru bila berupa molekul amilosa. Bila polimernya kurang dari dua puluh seperti amilopektin, maka akan menghasilkan warna merah. Sedangkan dekstrin membentuk warna coklat (Winarno, 2004). Tabel 2.1 menunjukan hasil hidrolisis pati. Larutan pati mulanya berwarna bening kemudian ditambahkan HCl pekat dan didihkan. Setelah itu larutan yang sudah didihkan diambil sebanyak 1 tetes untuk ditambahkan larutan iod 0,01 N. Hasil pengamatan pada kelompok 1 menunjukan hasil warna kuning bening dan bercak biru menurut pengamatan kelompok 7. Kemudian larutan didiamkan dan diamati pada menit ke-5, ke-10 dan ke-15. Hasil pengamatan warna larutan pada menit ke-5 oleh kelompok 1 dan 7 adalah biru tua, hasil pengamatan pada menit ke-10 oleh kelompok 1 biru lebih tua dan oleh kelompok 7 ungu tua, sedangkan pada menit ke-15 hasil pengamatan kelompok 1 adalah biru kehitaman dan oleh kelompok 7 adalah coklat. Hasil percobaan dari menit ke-0 hingga menit ke-15 tidak ada endapan yang terbentuk. Amilum atau pati dapat terhidrolisis dengan sempurna dengan menggunakan asam sehingga didapatkan glukosa. Penambahan HCl pekat pada pemanasan yang pertama dimaksudkan agar pati terhidrolisis menjadi glukosa beserta polimernya. Penggunaan larutan Iodine juga dimaksudkan untuk mengetahui adanya kandungan pati pada suatu bahan. Pati yang berikatan dengan Iodine (I 2) akan menghasilkan warna biru. Sifat ini dapat digunakan untuk menganalisis adanya pati. Hal ini disebabkan oleh struktur molekul pati yang berbentuk spiral, sehingga akan mengikat
molekul Iodine dan terbentuklah warna biru. Bila dipanaskan molekul meregang, molekul-molekul Iodine terlepas sehingga warna biru itu hilang. Dari percobaan diketahui bahwa pati akan merefleksikan warna biru bila berupa polimer glukosa yang lebih besar dari dua puluh, misalnya molekul-molekul amilosa. Bila polimernya kurang dari dua puluh seperti amilopektin, maka dihasilkan warna merah. Sedangkan dekstrin dengan polimer 6, 7, dan 8 membentuk warna dengan Iodine. Hasil percobaan didapatkan bahwa sampel kelompok 1 yang menghasilkan warna biru kehitaman mengandung molekul amilosa yang lebih banyak dibandingkan dengan molekul lainnya. Sedangkan hasil pengamatan kelompok 7 menghasilkan warna biru tua pada menit ke-5, namun pada menit ke-15 menghasilkan warna coklat, maka dapat disimpulkan bahwa pati terhidrolisis menjadi dekstrin karena menghasilkan warna coklat ketika uji Iod.
II. Uji Kualitatif terhadap hidrolisis pati Tabel 2.2 Uji Kualitatif terhadap hidrolisis pati Perubahan yang Sampel Kel Terjadi
2
Hidrolisat pati *dipanaskan selama 10 menit, lalu didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8 N
Warna
Warna
Awal
Akhir
Putih keruh
Bening
Putih tepung
Putih jernih
pH
Keterangan
12
Setelah ditambahkan NaOH larutan termasuk basa kuat
-
Kertas pH berubah warna dari biru menjadi ungu
8
Sumber : Laporan Sementara Pembahasan : Dalam uji kualitatif hidrolisis pati, sisa hidrolisat pati dipanaskan selama 10 menit, kemudian didinginkan lalu ditambah 0,5 ml larutan NaOH 8 N. Fungsi penambahan NaOH 8 N dalam uji ini yaitu untuk menetralkan larutan. Sisa dari hidrolisa pati yang dipanaskan selama 10 menit, kemudian didinginkan dan dinetralkan dengan 0,5 ml larutan NaOH 8 N. penambahan NaOH pada percobaan kali ini dimaksudkan untuk menetralkan kembali hidrolisa pati yang pada percobaan sebelumnya sudah ditambahkan HCl. Hasil percobaan kelompok 2 menunjukan sampel dengan warna awal putih keruh berubah menjadi bening dan setelah diukur dengan pH meter didapatkan pH 12, dan hasil percobaan kelompok 8 menunjukan larutan sampel yang mulanya berwarna putih tepung menjadi putih jernih sementara kertas pH berubah warna menjadi ungu hal ini
menunjukan bahwa larutan hidrolisa pati itu bersifat basa. Warna kertas lakmus seharusnya tidak berubah bila pH larutan telah netral k embali. a. Uji Molisch Tabel 2.3 Uji Molisch Kel Sampel
Perubahan yang Terjadi Warna Awal
3 9
3 9
3
9
2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan glukosa 1% + 5 ml H2SO4 pekat
Bening
2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan fruktosa 1% + 5 ml H2SO4 pekat
Bening
2 tetes pereaksi molisch + 2 ml larutan pati 1% + 5 ml H2SO4 pekat
3
Putih tepung
Putih keruh 2 tetes pereaksi molisch + 2 ml hidrolisat pati + 5 ml H2SO4 pekat
9 Sumber : Laporan Sementara
Warna Akhir
Ungu pekat dan warna coklat pada bagian bawah Ungu tua
Putih keruh
Kuning keruh
Keterangan
Coklat pekat Ungu tua
Ungu pekat dan warna coklat bening pada bagian bawah Ungu tua
Ungu tua, coklat pekat, dan coklat bening pada bagian bawah
Ungu tua
Warna ungu menunjukkan reaksi positif Tidak endapan
ada
Tidak endapan
ada
Warna ungu menunjukkan reaksi positif
Tidak endapan
ada
Warna ungu menunjukkan reaksi positif
Tidak ada endapan
Pembahasan : Uji molisch digunakan untuk menunjukan adanya karbohidrat yang terkandung dari tiap sampel (glukosa 1&, fruktosa 1%, larutan hidrolisa pati dan larutan pati 1%). Dari data, diketahui perubahan larutan sampel terhadap pereaksi molisch. Pada sampel glukosa 1% dengan warna awal yaitu bening kemudian berubah menjadi ungu pekat dengan bagian bawah sedikit coklat. Kemudian, sampel fruktosa dari warna bening menjadi coklat pekat. Dalam sampel hidrolisa pati awalnya berwarna putih keruh menjadi ungu pekat dengan bagian bawah coklat bening. Dan pada sampel larutan pati dari warna putih keruh kemudia bereaksi menjadi warna lapisan ungu, coklat dan coklat bening. Dari hasil tersebut semua sampel berubah menjadi berwarna ungu hitam hal ini menunjukkan bahwa semua sampel tersebut mengandung karbohidrat. Fungsi penambahan H 2SO4 adalah sebagai katalis, yaitu untuk mempercepat reaksi. Secara umum fungsi dari uji molish adalah untuk mengetahui adanya senyawa karbohidrat. Pereaksi molisch terdiri dari α-napthol (larutan napthol dalam alkohol) dan akan bereaksi dengan furfural membentuk senyawa kompleks berwarna ungu. Uji ini bukan uji spesifik untuk karbohidrat, walaupun hasil reaksi yang negatif menunjukkan bahwa larutan yang diperiksa tidak mengandung karbohidrat. Tabung pertama diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan glukosa 1% menghasilkan warna awal yaitu bening kemudian ketika ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir coklat keunguan pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hal ini menunjukkan bahwa larutan bereaksi positif terhada uji molisch sehingga glukosa merupakan monosakarida. Tabung ke-2 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan fruktosa 1% menghasilkan warna awal yaitu bening. Kemudian ketika ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir coklat pekat pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hasil kelompok 9 menunjukkan bahwa larutan beraksi positif terhadap uji Molisch sehingga fruktosa merupakan monosakarida sedangkan pada kelompok 3 mengalami
penyimpangan karena tidak menunjukkan hasil yang positif terhadap uji Molisch. Tabung ke-3 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml larutan pati 1% menghasilkan warna awal putih keruh. Kemudian ketika ditambahkan 5 ml H2SO4 pekat menghasilkan warna akhir yaitu ungu pekat dan bagian bawah berwarna agak coklat pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hasil ini menunjukkan reaksi positif pada kelompok 3 dan 9 terhadap uji Molisch sehingga terdapat monosakarida pada larutan pati. Tabung ke-4 diisi dengan 2 tetes pereaksi molisch dan 2 ml hidrolisat pati menghasilkan warna awal yaitu putih keruh pada kelompok 3 dan kuning keruh pada kelompok 9. Kemudian ketika ditambahkan 5 ml H 2SO4 pekat menghasilkan warna akhir
larutan menjadi ungu tua dan bagian bawah
berwarna coklat tua dan coklat bening pada kelompok 3 dan warna akhir ungu tua pada kelompok 9. Hal ini menunjukkan bahwa pada hidrolisat pati bereaksi positif dengan molisch. Pati merupakan polisakarida, namun karena dipanaskan dengan ditambah asam sulfat pekat, maka hidrolisat pati dan larutan pati terhidrolisis menjadi molekul yang lebih sederhana, yaitu menjadi monomer penyusunnya berupa glukosa sehingga ketika dilakukan uji Molisch menunjukkan reaksi positif.
b. Uji Pikrat Tabel 2.4. Uji Pikrat Kel Sampel
4
Perubahan yang Terjadi Warna Awal Putih bening
Warna Akhir Coklat bening
Orange tua
Orange tua
Putih bening
Orange bening
Orange tua
Orange tua
Tidak ada endapan
2 ml larutan pati 1% + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1M *dipanaskan
Putih keruh
Orange bening
Terdapat endapan
Kuning
Orange tua
Tidak ada endapan
2 ml hidrolisat pati + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1M *dipanaskan
Putih keruh
Kuning bening
Terbentuk gelembunggelembung kecil & endapan hitam
Kuning
Orange tua
Tidak ada endapan
2 ml larutan glukosa 1% + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1 M *dipanaskan
10
4
10
4
10
4
10
Keterangan
2 ml larutan fruktosa 1% + 1 ml asam pikrat jenuh + 0,5 ml NaHCO3 1 M *dipanaskan
Sumber: Laporan Sementara
Setelah pemanasan terdapat warna kuning pada permukaan Tidak ada endapan Terdapat warna kuning pada permukaan
Dalam uji pikrat ini menggunakan sampel 2 ml glukosa 1%, 1 ml asam pikrat, dan 0,5 ml Na 2CO3 1 N. Warna awal sampel sebelum dipanaskan putih bening, dan setelah dipanaskan menjadi orange bening dan terdapat endapat. Menurut teori, trinitrofenol atau asam pikrat jenuh dalam suasana basa dapat digunakan untuk menunjukkan adanya karbohidrat pereduksi. Reaksi yang terjadi dengan uji ini adalah oksidasi karbohidrat pereduksi menjadi asam onat dan reduksi asam pikrat yang berwarna kuning menjadi asam pikramat yang berwarna merah (Sumardjo, 2009). Karakter reagen pikrat pada tiap-tiap sampel yaitu dapat mengalami oksidasi karbohidrat pereduksi menjadi asam onat dan reduksi asam pikrat. Percobaan dilakukan dengan menyediakan 4 tabung reaksi. Tabung pertama diisi dengan 2 ml larutan glukosa 1% kemudian ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO 3 1 M menghasilkan warna awal putih bening pada kelompok 4 dan warna awal orange tua pada kelompok 10 dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir coklat bening pada kelompok 4 dan warna akhir orange tua pada kelompok 10. Pada kelompok 10 reaksi ini menunjukan reaksi positif terhadap uji pikrat. Hal ini menunjukkan bahwa glukosa
merupakan
gula
pereduksi.
Sedangkan
pada
kelompok
4
menunjukkan penyimpangan karena tidak menunjukkan reaksi positif terhadap uji pikrat. Tabung ke-2 diisi dengan 2 ml larutan fruktosa 1% kemudian ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO 3 1 M menghasilkan warna awal putih bening pada kelompok 4 dan warna awal orange tua pada kelompok 10 dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir orange bening pada kelompok 4 dan warna akhir orange tua pada kelompok 10. Reaksi ini menunjukan reaksi positif terhadap uji pikrat. Hal ini menunjukkan bahwa fruktosa merupakan gula pereduksi. Tabung ke-3 diisi dengan 2 ml larutan pati 1% kemudian ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO3 1 M menghasilkan warna awal putih keruh pada kelompok 4 dan warna awal kuning pada kelompok 10 dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir kuning bening pada kelompok 4 dan warna akhir orange tua pada
kelompok 10. Hasil kedua kelompok menunjukkan bahwa larutan pati mengandung gula pereduksi. Tabung ke-4 diisi dengan 2 ml hidrolisat pati kemudian ditambahkan 1 ml asam pikrat jenuh dan 0,5 ml NaHCO 3 1 M menghasilkan warna awal putih keruh pada kelompok A dan warna awal kuning pada kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir orange bening pada kelompok A dan warna akhir orange tua pada kelompok B. Hasil pengamatan pads kedua kelompok menunjukan bahwa hidrolisat pati mengandung gula pereduksi.
c.
Uji Barfoed (untuk monosakarida yang mereduksi). Tabel 2.5 Uji Barfoed Kel Sampel
5
3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan glukosa 1% *dipanaskan
11
5
3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan fruktosa 1% *dipanaskan
11
5
3 ml pereaksi barfoed + 1 ml larutan pati 1% *dipanaskan
Perubahan yang Terjadi Warna Warna Awal Akhir Biru Merah bening kejingga jinggaan pada bagian bawah
Biru
Biru tua
Biru bening
Merah kejingga jinggaan pada bagian bawah
Biru
Biru tua
Biru bening
Biru agak gelap dan sedikit merah kejingga jinggaan Biru tua
Biru 11
5
3 ml pereaksi barfoed + 1 ml hidrolisat pati *dipanaskan
Biru bening
Biru 11
Biru gelap dan sedikit merah kejingga jinggaan Biru tua
Keterangan
Terdapat endapan merah orange
Terdapan endapan merah saat 1 menit pemanasan Endapan merah orange
Terdapan endapan merah saat 1 menit pemanasan Endapan merah orange
Tidak ada endapan saat 1 menit pemanasan Endapan merah orange
Terdapat endapan merah saat 1 menit pemanasan
Sumber : Laporan Sementara Dalam percobaan pada uji Barfoed (untuk monosakarida yang mereduksi), sebelumnya menambahkan 1 ml dari larutan glukosa 1%, fruktosa 1%, hidrolisat pati dan larutan pati 1% ke dalam masing-masing
tabung reaksi yang berisi 3 ml pereaksi barfoed. Pereksi terdiri dari kupri asetat dan asam asetat. Endapan berwarna merah orange menandakan adanya monosakarida dalam sampel (Winarno, 2004). Kemudian dipanaskan dalam penangas air yang mendidih samapi terjadi perubahan warna. Fungsi pemanasan yaitu untuk mempercepat reaksi. Dalam percobaan uji berfoed menandakan
adanya
endapan
merah
orange
menunjukkan
adanya
monosakarida. Larutan pati dan larutan hidrolisat pati warna akhir berubah menjadi endapan merah orange namun lebih sedikit. Hal tersebut menandakan kandungan monosakarida pada hidrolisat pati dan larutan pati lebih sedikit. Karakter reagen barfoed tiap sampel, uji barfoed lebih spesifik untuk menandakan adanya monosakarida pada sampel sehingga merubah warna biru bening menjadi merah orange. Percobaan ini dilakukan dengan 4 tabung reaksi dari masing-masing kelompok. Tabung pertama diisi 3 ml pereaksi barfoed dan 1 ml larutan glukosa 1% kemudian dipanaskan. Warna awal dari sampel kelompok 5 dan 11 adalah biru kemudian setelah dipanaskan didapatkan warna merah kejingga-jinggaan dan terdapat endapan warna merah bata saat pemanasan dalam waktu 1 menit. Reaksi ini menunjukan bahwa glukosa adalah monosakarida. Tabung kedua diisi 1 ml larutan fruktosa 1% dan ditambahkan 3 ml pereaksi barfoed kemudain dipanaskan. Warna awal pada kelompok 5 dan 11 adalah biru. Kemudian setelah dipanaskan warnanya berubah menjadi merah kejingga-jinggaan dengan endapan merah orange setelah pemanasan selama
1
menit.
Reaksi
ini
menunjukan
bahwa
fruktosa
adalah
monosakarida. Tabung ketiga, diisi dengan larutan pati 1% kemudian ditambahkan 3 ml barfoed dan kemudian di panaskan. Warna awal sampel kelompok 5 dan 11 setelah ditambahkan barfoed berwarna biru kemudian setelah dipanaskan menjadi biru agak gelap dan tidak terdapat endapan. Hal ini menunjukan bahwa tidak ada monosakarida dalam larutan pati karena belum terhidrolisa sehingga bentuknya masih polisakarida.
Pada tabung ke empat, diisi larutan pati 1 ml dan ditambahkan barfoed sebanyak 3 ml dan dipanaskan. Warna setelah ditambahkan barfoed adalah biru kemudian setelah dipanaskan menjadi biru gelap agak kemerah jinggaan pada kelompok 5, sementara pada kelompok 11 warna akhirnya adalah biru tua dengan sedikit endapan merah bata. Hal ini menunjukan bahwa pati merupakan polisakarida namun setelah dipanaskan dan ditambahkan asam sulfat pekat, maka hirolisa pati dan larutan pati terhidrolisis menjadi senyawa yang lebih sederhana.
d.
Uji Seliwanoff Tabel 2.6 Uji Seliwanoff Kel Sampel Perubahan yang Terjadi Warna Awal
6
3 ml pereaksi seliwanoff + 3 tetes larutan glukosa 1% *dipanaskan
Kuning pudar
12
6
Pink orange
3 ml pereaksi seliwanoff + 3 tetes larutan fruktosa 1% *dipanaskan
Waktu
Keterangan
Warna Akhir
Merah bata
Tidak ada endapan 15 detik
Tidak ada endapan
Orange 1 menit 25 detik
Kuning pudar
Orange
Pink orange
Merah bata
3 ml pereaksi Kuning seliwanoff + pudar 3 tetes larutan pati 1% *dipanaskan 6 3 ml pereaksi Bening dan seliwanoff + 12 3 tetes hidrolisat pati *dipanaskan Sumber : Laporan Sementara
Orange kuning
1 menit 25 detik
Tidak ada endapan
Orange kemerahmerahan
26 detik
Tidak ada endapan
12 6 dan 12
Tidak ada endapan
Berdasarkan Tabel 2.6 Hasil Uji Selliwanof dapat diketahui perubahan yang terjadi setelah pereaksi selliwanof ditambah dengan larutan sampel dan dipanaskan. Dari keempat tabung hasil reaksi akhir berwarna
orange dan
merah. Uji seliwanoff, pereaksi dibuat sebelum uji dimulai. Pereaksi dibuat dengan mencampurkan 3,5 resorsinol 0,5% dengan 12 ml HCl pekat, kemudian diencerkan menjadi 35 ml dengan air suling. Uji dilakukan, bila terdapat warna merah cherry pada hasil akhir menunjukkan adanya fruktosa dalam contoh (Winarno,2004). Fungsi pemanasan dalam uji seliwanoff yaitu
untuk mempercepat reaksi yang terjadi, dalam ini ditunjukkan pada saat campuran yang dipanaskan akan berubah menjadi orange. Percobaan ini dilakukan dengan menyediakan 4 buah tabung reaksi. Tabung pertama diisi dengan 3 tetes larutan glukosa 1% kemudian ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal pink orange pada kelompok A dan warna awal kuning pudar pada kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna merah bata pada kelompok A dan warna akhir orange pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok A menunjukkan reaksi positif terhadap uji Seliwanoff karena perubahan warna menjadi merah bata. Namun, hal ini dikatakan menyimpang karena menurut teori (Poedjiadi, 2009) tidak ada gugus keton pada glukosa karena glukosa tidak mengandung gugus ketosa melainkan aldoheksosa. Tabung ke-2 diisi dengan 3 tetes larutan fruktosa 1% kemudian ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal kuning pudar pada kelompok A dan warna awal pink orange pada kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna orange pada kelompok A dan warna akhir merah bata pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok B menunjukkan reaksi positif terhadap uji Seliwanoff karena perubahan warna menjadi merah bata. Hasil ini menunjukkan bahwa adanya gugus keton pada fruktosa. Tabung ke-3 diisi dengan 3 tetes larutan pati 1% kemudian ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal bening pada kelompok A dan warna awal kuning pudar pada kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna akhir orange merah pada kelompok A dan warna akhir orange kuning pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok B menunjukkan reaksi negatif terhadap uji Seliwanoff karena tidak adanya perubahan warna menjadi merah cherry atau merah bata. Hasil ini menunjukkan bahwa tidak adanya gugus keton pada larutan pati. Pati merupakan susunan dari unit-unit glukosa yang dihubungkan oleh ikatan 1,4-aglikosida sehingga pati tidak mengandung gugus ketosa.
Tabung ke-4 diisi dengan 3 tetes hidrolisat pati kemudian ditambahkan 3 ml pereaksi seliwanoff menghasilkan warna awal kuning pudar pada kelompok A dan warna awal bening pada kelompok B dan setelah dipanaskan menghasilkan warna orange kuning pada kelompok A dan warna akhir orange merah pada kelompok B. Hasil percobaan yang dilakukan kelompok A dan B menunjukkan reaksi negatif terhadap uji Seliwanoff karena tidak adanya perubahan warna menjadi merah cherry atau merah bata. Hasil ini menunjukkan bahwa tidak adanya gugus keton pada hidrolisat pati. e.
Reaksi peragian Tabel 2.7 Reaksi Peragian Kel
Sampel
Reaksi yang Terjadi
Keterangan
Adanya gelembunggelembung kecil di permukaan larutan.
Terdapat endapan coklat muda dan diatasnya berupa larutan keruh berwarna coklat agak tua, tercium bau alkohol
1
Terdapat gelembunggelembung CO2
7
Tidak ada gelembunggelembung kecil di dalam larutan
Waktu : 1 jam Warna awal : coklat muda Warna akhir : coklat muda Terdapat endapan coklat muda dan diatasnya berupa larutan keruh berwarna putih keruh Waktu : 1 jam Warna awal : Coklat muda Warna akhir : Coklat muda
7
5 ml larutan suspensi ragi roti 20% + 5 ml hidrolisat pati
5 ml larutan suspensi ragi roti 20% + 5 ml larutan pati 1%
1
Tidak terdapat gelembung CO2
Sumber : Laporan sementara Pada reaksi peragian, terjadi reaksi pemutusan ikatan pada suatu polimer (amilum pada ubi) menjadi monomer-monomernya. Supensi ragi roti sebesar 20%, larutan karbohidrat (amilum), dengan perbandingan 1:1:1 membuat reaksi cepat terjadi dan tidak membutuhkan waktu yang lama sehingga
muncul
gelembung-gelembung
gas
pada
tabung
reaksi.
Gelembung tersebut merupakan gas CO 2 yang merupakan hasil sampingan
dari pemutusan ikatan pada amilum, dan semakin lama gelembung gas yang terbentuk semakin banyak dan memenuhi mulut tabung reaksi. Terbentuknya gelembung gas CO2 ini menunjukkan adanya reaksi peragian. Fungsi dari fermentasi glukosa atau reaksi peragian ini adalah untuk mengubah glukosa menjadi etanol dan karbon dioksida. Berdasarkan data Tabel 3.6 Hasil Pengamatan Reaksi Peragian, dapat diketahui bahwa setelah 1 jam tampak adanya gelembung CO 2. Enzim ragi roti mengubah gula (glukosa dan fruktosa) menjadi etanol (C 2H5OH) dan karbondioksida (CO2) saat fermentasi. Pelepasan karbondioksida menyebabkan adanya gelembung dalam tabung. Tahap kedua adalah proses fermentasi untuk mengkonversi glukosa (gula) menjadi etanol dan CO 2. Fermentasi etanol adalah perubahan 1 mol gula menjadi 2 mol etanol dan 2 mol CO 2. Enzim yang berperan dalam peragian dapat dihasilkan oleh mikroorganisme atau telah ada dalam bahan pangan itu sendiri. Pada praktikum ini, enzim yang berperan berasal dari ragi roti yang merupakan turunan Saccharomyces cerevisiae. Sedangkan sebagai substratnya digunakan larutan gula pasir. larutan gula pasir cepat ditransformasikan oleh enzim ragi, invertase, menjadi glukosa dan fruktosa. Pada proses fermentasi etanol, khamir terutama akan memetabolisme glukosa dan fruktosa membentuk asam piruvat melalui tahapan reaksi pada jalur Embden-Meyerhof-Parnas, sedangkan asam piruvat yang dihasilkan akan didekarboksilasi menjadi asetaldehida yang kemudian mengalami dehidrogenasi menjadi etanol.
Tabel 2.8 Uji Benedict Kel.
Sampel
2
2ml reagen benedict + 1ml lar. Suspensi ragi roti 5% + larutan Sukrosa 10 %
Perubahan warna Warna awal Warna akhir
Keterangan
Biru kecoklatcoklatan
Menjadi sedikit hijau
Ada endapan
8
2ml reagen benedict + 1ml lar. Suspensi ragi roti 5%
Biru
Biru agak keruh
Ada sedikit endapan merah bata
8
2ml reagen benedict + larutan sukrosa 10%
Biru
Biru
Tidak ada endapan
Sumber : Laporan sementara Pereaksi Benedict, pereaksi ini berupa larutan yang mengandung kuprisulfat,natrium karbonat dan natriumsitrat. Adanya natrium karbonat dan natrium sitrat membuat pereaksi benedict bersifat basa lemah. Endapan yang dapat terbentuk dapat berwarna hijau,kuning, merah bata. Pada reaksi benedict, benedict merupakan uji karbohidrat yang paling sering digunakan, selain dengan indikator iod. Benedict mampu menunjukkan proses yang terjadi dalam larutan tahap demi tahap sesuai perubahan yang terjadi dari hijau, kuning, merah, oranye, merah bata + endapan. Dari sampel suspensi ragi roti dan larutan sukrosa mendapatkan hasil positif yaitu dengan hasil akhir endapan berwarna kehijauan dan larutan biru. Warna endapan yang dihasilkan tergantung pada konsentrasi karbohidrat yang diperiksa. Percobaan dilakukan dengan menyediakan tiga tabung reaksi. Tabung pertama diisi dengan 2 ml reagen benedict, 1 ml larutan sukrosa 10 %, dan larutan suspensi ragi roti 5 % lalu dipanaskan dan terjadi perubahan warna yang semula berwarna biru kecoklatan berubah warna menjadi sedikit hijau. Perubahan warna ini menunjukkan adanya gula pereduksi pada pencampuran
larutan sukrosa 10 % dan larutan suspensi ragi roti 5 % yang mereduksi logam 2+
Cu
+
menjadi Cu pada reagen benedict sehingga menghasilkan warna hijau.
Pada tabung ke-2 yang diisi dengan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan suspensi ragi roti 5 % terjadi perubahan warna setelah pemanasan. Warna larutan sedikit berubah dari biru menjadi biru sedikit berkeruh. Hal ini menunjukkan bahwa pada tabung ke-2 mengandung sedikit gula pereduksi. Selain itu juga dihasilkan sedikit endapan berwarna merah bata, yang menunjukkan bahwa tabung ke-2 mengandung sedikit gula pereduksi. Gula pereduksi yang dimaksud adalah glukosa. Sedangkan tabung ke-3 yang diisi dengan 2 ml reagen benedict dan 1 ml larutan sukrosa 10 % tidak terjadi perubahan warna setelah pemanasan. Warna larutan tetap berwarna biru dan tidak terbentuknya endapan. Hasil ini menunjukkan bahwa pada larutan sukrosa tidak mengandung gula pereduksi. Menurut (Poedjiadi, 2009) molekul sukrosa tidak memiliki gugus aldehida ataupun keton bebas, atau tidak mempunyai gugus – OH glikosidik. Dengan demikian sukrosa tidak mempunyai sifat dapat mereduksi ion Cu
2+
+
atau Ag .
Tabel 2.9 Uji Iod pada peragian Kel
Sampel
6
1 tetes lar (lar suspensi ragi roti 5% & lar sukrosa 10%) + 1 tetes lar 0,01N Iod
Perubahan warna Awal Akhir kuning
Kuning kecoklatan
1 tetes lar suspensi ragi roti 5% + 1 tetes lar 0,01N Iod
Kuning kecoklatan
Kuning kecoklatan
1 tetes lar sukrosa 10% + 1 tetes lar 0,01N Iod
Bening
Kuning
12
Keterangan Tidak ada endapan Tidak terjadi perubahan warna setelah penambahan Iod Terjadi perubahan warna setelah penambahan Iod
Sumber : Laporan sementara Pengujian selanjutnya adalah pengujian yang menggunakan iodium sebagai reagen yang dikenal sebagai uji iod. Uji atau tes ini digunakan untuk memisahkan amilum atau pati yang terkandung dalam larutan tersebut. Reaksi positifnya ditandai dengan adanya perubahan warna menjadi biru. Warna biru yang dihasilkan diperkirakan adalah hasil dari ikatan kompleks antara amilum dengan iodin. Sewaktu amilum yang telah ditetesi iodin kemudian dipanaskan, warna yang dihasilkan sebagai hasil dari reaksi yang positif akan menghilang. Dan sewaktu didinginkan warna biru akan muncul kembali. Di dalam amilum sendiri terdiri dari dua macam amilum yaitu amilosa yang tidak larut dalam air dingin dan amilopektin yang larut dalam air dingin (Wahyudi,dkk., 2003:116). Ketika amilum dilarutkan dalam air, amilosa akan membentuk micelles yaitu molekul-molekul yang bergerombol dan tidak kasat mata karena hanya pada tingkat molekuler. Pada percobaan uji Iod dengan menggunakan larutan suspensi ragi roti 5% ditambah larutan sukrosa 10% kemudian ditambahkan larutan Iod 0,01N, warna awal sampel berwarna kuning kemudian berubah menjadi kuning kecoklatan. Perubahan warna ini menunjukkan bahwa larutan suspensi ragi
roti 5% merupakan polisakarida yaitu glikogen. Pada tabung yang berisi larutan sukrosa 10% ditambah larutan Iod terjadi perubahan warna yang semula berwarna bening berubah menjadi kuning. Selanjutnya pada tabung larutan ragi roti ditambah larutan Iod tidak terjadi perubahan warna yaitu tetap berwarna coklat muda. Berdasarkan percobaan di atas menunjukkan bahwa semua sampel yang diuji hasilnya negatif terhadap uji iod karena tidak dihasilkan warna biru atau warna yang mendekati biru ketika ditetesi larutan iod. Sehingga dapat ditarik kesimpulan bahwa larutan sampel, larutan suspensi ragi roti 5% dan larutan sukrosa 10% tidak mengandung amilum.
III. KESIMPULAN
Dari praktikum Isolasi Amilum Ubi Kayu dan Hidrolisisnya dapat disimpulkan sebagai berikut : 1. Pada isolasi pati ubi kayu, diperoleh rendemen sebesar 16,8% dari hasil perhitungan. 2. Berberapa faktor yang mempengaruhi rendemen pati adalah mutu bahan baku (umur, penanaman, bibit), penanganan pasca panen, proses ekstraksi, lama pengeringan/penggilingan/penyaringan. 3. Hasil uji Iod pada hidrolisis pati yaitu positif dengan perubahan warna biru tua, kecuali menit ke 15 pada kelompok 7 yang justru berubah menjadi coklat. 4. Pada uji pH, uji hidrolisa pati yang dipanaskan selama 10 menit, didinginkan kemudian dinetralkan dengan NaOH 8 N perubahan warna dari putih menjadi lebih jernih. 5. Pada uji pH, sampel tersebut ketika diukur pH nya dengan menggunakan pH meter menunjukkan angka 12 dan ketika diuji dengan kertas pH menunjukkan perubahan kertas pH dari warna biru menjadi ungu. Hal ini menunjukkan bahwa larutan hidrolisat pati tersebut bersifat basa.
6. Pada uji molisch, keempat tabung menunjukan hasil yang positif dengan perubahan warna menjadi ungu dari glukosa, fruktosa, larutan pati 1% dan larutan hidrolisa pati. 7. Reaksi positif terhadap uji Barfoed terjadi pada ketiga tabung yang diisi glukosa, fruktosa dan hidrolisat pati dengan menunjukan hasil endapan merah orange. 8. Reaksi negatif pada uji Barfoed terjadi pada tabung keempat yang berisi larutan pati, karena tidak terjadi perubahan warna dan tidak ada endapan merah. Hal ini disebabkan larutan hidrolisa pati berlum terhidrolisis sehingga masih berbentuk polisakarida. 9. Pada reaksi peragian, tabung reaksi pertama yang berisi larutan suspensi ragi roti dan hidrolisa pati timbul gelembung-gelembung kecil pertanda adanya CO 2 pada larutan tersebut, terdapat endapan coklat muda yang disertai bau alkohol. 10. Pada reaksi peragian di tabung reaksi kedua yang berisi larutan suspensi ragi roti dan larutan pati 1% tidak terdapat gelembunggelembung CO2 , terdapat endapan coklat muda namun rtidak tercium bau alkohol. 11. Pada uji benedict, terjadi perubahan warna sampel larutan dari biru menjadi biru kehijauan dan terdapat sedikit endapan merah bata yang menunjukan adanya gula pereduksi. 12. Pada uji Iod, sampel pertama dengan 1 tetes larutan sukrosa 10% dan 1 tetes larutan 0,01 N Iod menunjukan perubahan warna dari bening menjadi kuning. Hal ini menunjukan sukrosa tidak mengandung amilum karena tidak terjadi perubahan warna menjadi biru. 13. Pada uji Iod kedua dengan sampel 1 tetes larutan ragi 5% dan 1 tetes larutan Iod 0,01 N tidak terjadi perubahan warna, dari kuning kecoklatan tetap menjadi kuning kecoklatan. Hal ini juga menunjukan bahwa larutan ragi 5% tidak mengandung amilum.
